Протеогликаны культуры миобластов l6j1: характеристика и влияние на адгезию, пролиферацию и дифференцировку миобластов
На правах рукописи
ЕРМАКОВА Ирина Игоревна ПРОТЕОГЛИКАНЫ КУЛЬТУРЫ МИОБЛАСТОВ L6J1: ХАРАКТЕРИСТИКА И ВЛИЯНИЕ НА АДГЕЗИЮ, ПРОЛИФЕРАЦИЮ И ДИФФЕРЕНЦИРОВКУ МИОБЛАСТОВ 03.00.25 – гистология, цитология и клеточная биология
АВТОРЕФЕРАТ
диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук
Санкт-Петербург 2008
Работа выполнена в Институте цитологии РАН, Санкт-Петербург доктор биологических наук
Научный консультант:
МОРОЗОВ ВЛАДИМИР ИГОРЕВИЧ Институт цитологии РАН, Санкт-Петербург доктор биологических наук, профессор
Официальные оппоненты:
ВОРОБЬЕВ ВЛАДИМИР ИОСИФОВИЧ Институт цитологии РАН, Санкт-Петербург кандидат биологических наук КУЛЬМИНСКАЯ АННА АЛЕКСЕЕВНА Петербургский институт ядерной физики РАН им. Б П. Константинова, Гатчина НИИ экспериментальной медицины РАМН, Санкт
Ведущая организация:
Петербург
Защита состоится 19 декабря 2008г. в 15 ч на заседании Диссертационного совета Д.002.230. при Институте цитологии РАН по адресу: 194064, Санкт-Петербург, Тихорецкий пр., д.4.
факс: (812) 297- e-mail: [email protected] сайт: http://www.cytspb.rssi.ru
С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Института цитологии РАН
Автореферат разослан ‘‘’’ ноября 2008 г.
Ученый секретарь диссертационного совета, кандидат биологических наук Е.В. Каминская
ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ
Актуальность проблемы. Одной из фундаментальных задач клеточной биологии является изучение механизмов взаимодействия клеток с внеклеточным матриксом, который не только служит структурным каркасом ткани, но и влияет на рост и развитие контактирующих с ним клеток. Интенсивно развивающимся направлением таких исследований является выяснение функциональной роли протеогликанов – большого класса мультифункциональных соединений внеклеточного матрикса, состоящих из корового белка, ковалентно связанного с одной или более полисахаридными цепями – гликозаминогликанами. Эти углеводные цепи в значительной степени сульфатированы и несут большой отрицательный заряд, благодаря которому протеогликаны сильно гидратированы, что важно для обеспечения механической прочности ткани (Iozzo and Murdoch, 1996). С другой стороны, появляется все больше данных, подтверждающих разнообразные регуляторные функции протеогликанов (Iozzo, 2000;
Kresse and Schonherr, 2001;
Cool and Nurcombe, 2006;
Evanko et al., 2007). Этим соединениям отводят роль модуляторов активности ростовых факторов (Ruoslahti and Yamaguchi, 1991;
Iozzo and Murdoch, 1996;
Langsdorf et al 2007), секретируемых клетками ферментов и их ингибиторов (Bernfield et al., 1999;
Iozzo, 2000). С регуляторными молекулами, такими, например, как факторы роста, взаимодействуют углеводные цепи протеогликанов, усиливая или подавляя действие факторов (Taipale and Keski-Oja, 1996). Протеогликаны влияют на адгезию и миграцию клеток, участвуют в регуляции процессов пролиферации и дифференцировки (Iozzo, 2000).
Большой интерес протеогликаны вызывают в связи с развитием и регенерацией мышечной ткани (Velleman et al., 2006;
Liu C. еt al., 2006;
Droguett et al., 2006). На участие протеогликанов в миогенезе указывают данные об увеличении их синтеза в скелетных мышцах в условиях регенерации ткани при патологиях (Alvarez et al., 2002) или при повреждении (Caceres et al., 2000;
Casar et al., 2004). Показано, что миогенез в ходе эмбрионального развития и при регенерации поврежденной мышцы сопровождается изменением спектра протеогликанов (Young et al., 1990;
Velleman et al., 1999;
Casar et al., 2004). Состав протеогликанов изменяется в ходе миогенеза на фоне динамичных изменений структуры мышечной ткани: происходит активация сателлитных клеток, их пролиферация и слияние с образованием миотуб, из которых формируются мышечные волокна (Charge & Rudnicki, 2004). Эти процессы невозможны без участия компонентов внеклеточного матрикса, в том числе протеогликанов, которые могут, как влиять на взаимодействие миобластов с внеклеточным матриксом, так и регулировать действие ростовых факторов (bFGF, HGF и TGFb), контролирующих пролиферацию и дифференцировку этих клеток (Velleman et al., 1999). Несмотря на значительное количество работ, посвященных выяснению роли протеогликанов в регуляции процессов миогенеза, конкретные функции протеогликанов и механизмы их участия в этих событиях остаются в большой степени на уровне предположений.
Цель и задачи исследования. Цель работы состояла в изучении характеристик протеогликанов, синтезируемых миобластами L6J1, и исследовании их влияния на адгезию, пролиферацию и дифференцировку этих клеток.
В соответствии с целью были поставлены следующие задачи:
1) выделить протеогликаны культуры миобластов;
2) определить основные классы протеогликанов культуры миобластов по составу гликозаминогликанов;
3) идентифицировать основные протеогликаны культуры миобластов;
4) изучить влияние протеогликанов/гликозаминогликанов на адгезию миобластов;
5) исследовать действие протеогликанов/гликозаминогликанов на пролиферацию миобластов;
6) изучить действие протеогликанов/гликозаминогликанов на дифференцировку миобластов.
Основные положения, выносимые на защиту:
1. Хондроитинсульфат-содержащие протеогликаны являются преобладающим классом протеогликанов во всех составляющих культуры миобластов L6J1 – внеклеточном матриксе, клетках и культуральной среде.
2. Основным протеогликаном внеклеточного матрикса миобластов является версикан, а основным протеогликаном культуральной среды, кондиционированной миобластами, – бигликан.
3. Гликозаминогликаны – углеводные компоненты протеогликанов – влияют на пролиферацию миобластов, модулируя активность фактора роста bFGF: гепарин (аналог гепарансульфата ткани) и дерматансульфат увеличивают, а хондроитинсульфат снижает пролиферацию миобластов в присутствии bFGF.
4. Гликозаминогликан гепарин замедляет дифференцировку миобластов.
Научная новизна. Впервые проведено выделение и изучены характеристики протеогликанов культуры миобластов L6J1. Показано, что хондроитинсульфат-содержащие протеогликаны представляют основной класс этих соединений в культуральной среде, внеклеточном матриксе и самих миобластах. В качестве мажорных протеогликанов культуры миобластов идентифицированы хондроитинсульфат-содержащие протеогликаны бигликан и версикан, причем впервые показано, как они распределяются в культуре клеток: версикан остается в составе внеклеточного матрикса, а бигликан синтезируется клетками в среду культивирования. Проведено систематическое исследование влияния протеогликанов/гликозаминогликанов на основные функции клетки, включая адгезию, пролиферацию и дифференцировку миобластов. Впервые показано, что протеогликаны, синтезированные миобластами, подавляют их адгезию, причем устранение углеводных цепей протеогликанов с помощью ферментов приводит к нормальному прикреплению и распластыванию миобластов. Обнаружено различное влияние разных классов гликозаминогликанов на пролиферацию миобластов в присутствии bFGF: гепарин и дерматансульфат ускоряют рост клеток, а хондроитинсульфат снижает пролиферацию миобластов. В экспериментах по дифференцировке миобластов впервые обнаружено, что гепарин замедляет образование миотуб из миобластов.
Теоретическое и практическое значение работы. Работа имеет фундаментальный характер и направлена на изучение роли протеогликанов в регуляции клеточных функций. В то же время полученные данные могут составить основу для разработки новых подходов, способных ускорить восстановление повреждений мышечной ткани.
Апробация работы. По теме диссертации опубликовано 8 печатных работ, в том числе 2 статьи и 6 тезисов.
Основные положения работы были представлены на VI Международной конференции «Молекулярная генетика соматических клеток», на 10-й Пущинской школе – конференции молодых ученых «Биология – наука XXI века», на 10-й Всероссийской медико биологической конференции молодых исследователей «Человек и его здоровье», на Всероссийском симпозиуме «Биология клетки в культуре», на II съезде Общества клеточной биологии, на IV съезде Российского общества биохимиков и молекулярных биологов и на научных семинарах Отдела клеточных культур Института цитологии РАН.
Объем и структура диссертации. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов исследования, результатов и их обсуждения, выводов и списка цитируемой литературы, включающих 160 ссылок. Диссертация изложена на 106 страницах и иллюстрирована 39 рисунками и 8 таблицами.
Работа выполнена при финансовой поддержке СПб НЦ РАН (проекты 2-63-2005, 2-71 2006 и 2-95-2007).
МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ Культивирование миобластов L6J1. Трансформированные миобласты крысы L6J были получены из коллекции клеточных культур Института цитологии РАН. Клетки культивировали при 37 С в атмосфере 5 % СО2 в среде DMEM, содержащей 10 % Культура Клеточный слой клеток Снятие клеток буфером В Культуральная среда Осадок - КЛЕТКИ Супернатант - ВКМ Добавление 2 V буфера А Обработка клеток буфером С Экстракция ПГ из различных фракций клеточной культуры с Супернатант Осадок помощью анионообменного сорбента Q-сефароза Состав буферов (рН 7.0):
Буфер А – 10 М мочевина, 50 мМ Tris-HCl, Ионообменная хроматография 10 мМ EDTA, 1мМ PMSF, 10 мМ NEM Буфер В – 1 М мочевина, 50 мМ Tris-HCl, 1. Промывка колонки буфером D 50 мМ EDTA, 1мМ PMSF, 10 мМ NEM 2. Промывка колонки буфером E Буфер С – 8 М мочевина, 50 мМ Tris-HCl, 3. Элюция ПГ с помощью линейного 0.1% Triton X-100, 1мМ PMSF, 10 мМ NEM градиента 0.2-1.5 M NaCl Буфер D – 8 М мочевина, 50 мМ Tris-HCl, 50 мМ EDTA Диализ Буфер E – 0.2 M NaCl, 8 М мочевина, 50 мМ Tris-HCl, 10 мМ EDTA Лиофилизация Рис. 1. Схема выделения протеогликанов из культуры миобластов L6J1.
эмбриональной бычьей сыворотки (ЭБС). Прижизненные фотографии клеток делали с помощью камеры Canon на микроскопе Carl Zeiss, Германия, об. 10х (адгезия миобластов) и с помощью встроенной камеры на микроскопе Nicon Eclipse TS-100, об. 10х (дифференцировка миобластов).
Выделение протеогликанов. Для выделения ПГ из культуры миобластов L6J1 была использована комбинация методов, описанных в литературе (Yanagishita et al., 1987;
Carey et al., 1990;
Brown et al., 1999;
Iozzo, 2001). Процедура выделения ПГ из культуральной среды, ВКМ и миобластов была сходной и состояла, за исключением первого этапа, из ряда общих стадий (рис. 1). Первый этап включал обработку культуральной среды двойным объемом буфера A. Клетки и ВКМ снимали с поверхности флаконов с помощью пластиковых скребков буфером В. Клеточную суспензию центрифугировали в течение 20 мин при 4 °С и 100 g (rср 9 см). Супернатант, содержащий компоненты ВКМ, использовали для выделения ПГ ВКМ, осажденные миобласты лизировали буфером С и лизат клеток осветляли с помощью центрифугирования в течение 20 мин при 4 °С и 2000 g (rср 9 см). Далее все составляющие клеточной культуры (культуральная среда, ВКМ и миобласты) обрабатывали в течение 2 ч сорбентом Q-сефароза при постоянном перемешивании для извлечения ПГ.
Сорбент помещали в колонки, которые последовательно промывали буфером D и буфером Е (по 25 объемов колонки). Элюцию ПГ с Q-сефарозы проводили в градиенте концентрации NaCl (0.2-1.5 М) (20 объемов колонки). Содержание белка во фракциях определяли по Бредфорд, содержание ПГ – с помощью красителя 1,9-диметилметиленовый синий (ДМС).
Фракции градиента объединяли (объединенные фракции I–IV) с учетом профиля элюции, диализовали, концентрировали с помощью ультрафильтрации и лиофилизировали.
Анализ углеводного состава протеогликанов. Ферментативное расщепление ПГ с целью анализа состава ГАГ проводили с помощью ферментов хондроитиназа АВС, специфически расщепляющая хондроитин/дерматансульфаты, и гепариназа III, специфически расщепляющая гепарансульфаты. Лиофилизированные фракции, содержащие максимальное количество ПГ, растворяли в буфере, рН 7.5, оптимизированном для обоих ферментов и содержавшем 50 мМ Tris-НСl, 100 мМ NaCl, 4 мМ CaCl2. Для каждой фракции готовили 3 пробы: 1) контроль – без добавления фермента;
2) 0.4 ед/мл гепариназы III ( °C);
3) 0.5 ед/мл хондроитиназы ABC (37 °C). Ферментативное расщепление ГАГ проводили в течение 5 ч. Ход реакции прослеживали по уменьшению концентрации ГАГ, которую оценивали с помощью ДМС. Содержание ГАГ рассчитывали по разнице оптической плотности образца ПГ, не содержащего ферменты, и образца, обработанного каждым из ферментов в отдельности, в соответствии с формулой:
A0525 А ', где A0525 - оптическая плотность исходного образца без ГАГ (%) = А фермента, А '525 - оптическая плотность образца после обработки одним из ферментов.
Электрофоретический анализ коровых белков протеогликанов. Анализ коровых белков ПГ культуры миобластов проводили в процессе электрофореза материала, полученного после обработки ферментами хондроитиназа АВС, хондроитиназа АС (специфически расщепляет хондроитинсульфаты) и гепариназа III. Лиофилизированные фракции растворяли в воде, измеряли концентрацию белка и ГАГ и готовили 3 пробы для каждой фракции из расчета 5 мкг ГАГ в пробе (как описано выше). В пробы 2 и 3 добавляли 4-кратный буферный раствор, содержащий 100 мМ Tris-НСl, рН 7.5, 200 мМ NaCl, 16 мМ CaCl2 в случае гепариназы III, и 200 мМ Tris-НСl, рН 7.3, 240 мМ NaOAc в случае хондроитиназы АС и АВС (проба : буфер – 3 : 1). По завершении ферментативной обработки пробы анализировали с помощью электрофореза в 7 %-ном ПААГ (Laemmli, 1970). Гели последовательно окрашивали 0.1 % альциановым синим в растворе 50 %-ого этанола и 10 % ной уксусной кислоты в течение 2 ч, после чего отмывали тем же раствором без красителя, затем окрашивали 0.1 % Кумасси R-250 в растворе 10 %-ной уксусной кислоты и 5 %-ого этанола, после чего гель отмывали тем же раствором без красителя. Далее для идентификации ПГ проводили масс-спектрометрический анализ коровых белков ПГ, выявленных в результате ферментативной обработки и электрофореза.
Масс-спектрометрический анализ протеогликанов. Идентификацию ПГ осуществляли с помощью масс-спектрометрии MALDI-TOF в НИИ физико-химической медицины МЗ РФ (Москва) при участии М. Серебряковой, а также в AG Bioanalytic (Leipzig) при участии М. Федоровой. Масс-спектры были получены на тандемном MALDI времяпролетно-времяпролетном масс-спектрометре Ultraflex II BRUKER (Германия), оснащенном УФ лазером. Масс-спектры анализировали при помощи программы Mascot.
Поиск по «пептидному фингерпринту» был проведен в базе данных NCBI среди белков млекопитающих с указанной точностью с учетом возможного окисления метионинов кислородом воздуха и возможной модификации цистеинов акриламидом.
Изучение влияния протеогликанов на адгезию миобластов. В лунки 24-луночного планшета вносили по 20 мкг/мл ПГ культуральной среды, ПГ ВКМ, декорина, белка ВКМ фибронектина (любезно предоставлен сотрудником Института цитологии РАН Д.А.
Гамазиным) в 0.5 мл PBS. Кроме того, адгезию миобластов анализировали при использовании следующих комбинаций препаратов: 1) фибронектин (20 мкг/мл) и декорин (20 и 100 мкг/мл);
2) фибронектин (20 мкг/мл) и ПГ ВКМ(КС) (20 и 100 мкг/мл). Планшет выдерживали 8 ч при 4-6 С, убирали жидкую фазу, лунки промывали PBS и в каждую ячейку вносили 2 х 104 миобластов L6J1в 0.5 мл DMEM. Через 6 ч состояние клеток анализировали под микроскопом (ув. 100х). При изучении влияния полисахаридных цепей ПГ на адгезию миобластов клетки вносили в лунки после обработки иммобилизованного субстрата (смесь фибронектина с ПГ в концентрации 100 мкг/мл) хондроитиназой АВС.
Изучение влияния гликозаминогликанов в комбинации с фактором роста фибробластов на пролиферацию миобластов. В ячейки 24-луночного планшета высевали по 2 х 104 миобластов L6J1 в 1 мл DMEM, содержащей 10 % ЭБС. Через 1 сут полную среду убирали, клетки промывали DMEM без ЭБС и оставляли в этой же среде на 12 ч. Затем среду заменяли на такую же неполную среду, содержащую 100 нг/мл ГАГ, 20 нг/мл ростового фактора bFGF и 3 мкКи/мл [3Н]-тимидина. Через 18 или 24 ч среду убирали, клетки промывали PBS и снимали PBS, содержащим смесь трипсина и версена. Радиоактивность клеточной суспензии подсчитывали на жидкостно-сцинтилляционном счетчике LS (“Beckman”, Австрия) в сцинтилляционном коктейле на основе диоксана.
Изучение влияния гликозаминогликанов и протеогликана декорина на дифференцировку миобластов. В лунки 24-луночного планшета высевали по 105 миобластов в 1 мл полной среды. Через 2 сут инициировали дифференцировку миобластов (Jin et al., 1991;
Kroll et al., 1994), заменяя полную среду на среду, содержащую 0.5 % ЭБС и различные ГАГ (гепарин, хондроитинсульфат, дерматансульфат) или ПГ декорин в концентрации мкг/мл. На 6, 10 и 14-е сутки культивирования клетки фотографировали и далее фотографии клеток анализировали с помощью программы ImageJ и полученные данные обрабатывали в программе Microsoft Office Excel. К параметрам клетки – площадь (A – area) и периметр (P – perimeter), измеренным программой ImageJ, добавляли еще один параметр – коэффициент P вытянутости клетки (Rp/Ra), рассчитанный по формуле Rp / Ra = (Rp/Ra = 1 - круглая 2 A клетка;
Rp/Ra = - бесконечно вытянутая клетка). В качестве показателей дифференцировки рассчитывали: 1) количество миотуб относительно количества всех клеток A ;
3) nмиотуб 100%, где n – количество клеток;
2) среднюю площадь клетки nмиобластов + nмиотуб n Rp / Ra.
среднюю вытянутость клетки n РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ Выделение протеогликанов из культуральной среды, клеток и ВКМ Таблица 1. Содержание белка и ГАГ в отдельных фракциях культуры миобластов Фракция клеточной Объем Концентрация Концентрация ГАГ (мг) Белок (мг) культуры фракции (мл) ГАГ (мкг/мл) белка (мг/мл) ВКМ 1000 0.3 100 0.3 0. Клетки 250 0.7 480 2.6 1. Культуральная среда 2500 4.3 10500 1.7 4. Примечание. Расчет количества ГАГ проведен по данным ионообменной хроматографии.
Выделение ПГ культуры миобластов было проведено из материала, собранного после наращивания 109 клеток. Объем фракций культуры миобластов – ВКМ, клеток и культуральной среды, из которых выделяли ПГ, а также количество ГАГ и белка в этих фракциях приведены в табл. 1. ГАГ не удалось определить с помощью ДМС в исходных фракциях и их количество было рассчитано по результатам ионообменной хроматографии.
Количество ПГ в исходных фракциях сопоставимо с количеством ГАГ, которые составляют, как правило, не меньше половины молекулы ПГ ВКМ I II III IV по массе. Проведенные расчеты 0, 1, 1, свидетельствуют об очень малой концентрации 0, NaCl (M) ПГ во всех составляющих культуры миобластов 0,2 0, 0, (культуральная среда, ВКМ и миобласты) по 0, 0, сравнению с концентрацией белка (табл. 1).
0, 0 10 20 30 40 50 В результате разделения ПГ с помощью Оптическая плотность, отн. ед 0,7 Клетки I II III IV ионообменной хроматографии были получены 0, 1, 0, по 4 фракции ПГ культуральной среды, ВКМ и 1, 0, клеток (I–IV), объединенные в соответствии с NaCl (M) 0, 0, профилем элюции (рис. 2). Во всех случаях 0,2 0, первой при концентрации NaCl 0.3 М выходит 0, 0, 0, белковая фракция, практически не содержащая 0 10 20 30 40 50 ГАГ. Во второй фракции (0.4-0.5 М NaCl) 0, КС I II III IV 0, содержится основная часть белка с небольшим 1, 1, 0, количеством ГАГ. Белковые пики практически NaCl (M) 0,1 0, не перекрываются с пиками ГАГ, что дает 0, 0, 0, возможность отделить белковую фракцию от 0, 0 50 100 150 200 фракций ГАГ. Элюция основной массы ГАГ Объем элюента, мл происходит в виде двух пиков (фракции III и IV Белок (Бредфорд - 595 нм) ГАГ (краситель ДМС - 525 нм) соответственно) при анализе ВКМ (0.5 М и 0. Рис. 2. Графики элюции с Q-сефарозы М NaCl) и культуральной среды (0.6 М и 0.8 М протеогликанов внеклеточного матрикса NaCl). Для клеток характерен только один пик (ВКМ), миобластов (Клетки) и культуральной среды (КС).
ПГ (0.65 М NaCl), тогда как другие пики ПГ не I – IV – объединенные фракции градиента выявляются.
ЭБС 0,12 КС О пт и че с ка я пло тно сть, Наибольшее количество 0, 1, ПГ присутствует в 0,08 1, NaCl (M) о т н. ед.
культуральной среде, а 0, 0, 0, наименьшее – в ВКМ (табл.
0, 0, 0, 1). Высокое содержание ПГ в 0 0, 60 0 10 20 0 20 культуральной среде Объем элюента, мл заставило нас предположить, ГАГ (краситель ДМС - 525 нм) что хотя бы часть ПГ Рис. 3. Графики элюции с Q-сефарозы ПГ культуральной среды, миобластов L6J1 (КС) и эмбриональной бычьей сыворотки (ЭБС).
попадает в культуральную среду из ЭБС. Для выяснения этого вопроса было проведено выделение ПГ из среды DMEM, содержащей 10 % ЭБС, и равного объема такой же среды, кондиционированной миобластами (рис. 3). Оказалось, что высота пика и ионная сила (0.8 М NaCl), при которой наблюдается основной пик ПГ, сходны в обоих случаях. Это позволило заключить, во-первых, что в ЭБС есть ПГ и, во-вторых, что основная масса ПГ кондиционированной миобластами культуральной среды представлена ПГ ЭБС. ПГ, синтезированные самими клетками в культуральную среду, могут быть выявлены при сопоставлении электрофореграмм ПГ культуральной среды и ЭБС.
Характеристика выделенных протеогликанов.
Анализ углеводного состава ПГ. При анализе углеводного состава ПГ были использованы ферменты, специфически разрушающие хондроитин/дерматансульфаты (хондроитиназа АВС) и гепарансульфаты (гепариназа III). Обработка этими ферментами Таблица 2. Углеводный состав протеогликанов основных фракций культуры миобластов L6J1.
Культуральная среда Клетки ВКМ Показатели Геп. III С. АВС Геп. III С. АВС Геп. III С. АВС Содержание гепаран 8.7 - 19.6 - 26.1 сульфатов (%) Содержание хондроитин/ - 91.3 - 50.9 - 65. дерматансульфатов (%) Суммарное содержание гликозаминогликанов трех 100 70.5 91. классов (%) Примечание. Геп. III – гепариназа III;
С. АВС – хондроитиназа АВС.
фракций, содержащих наибольшее количество ПГ (фракция III для клеток, фракции III и IV для ВКМ и культуральной среды), позволила определить конкретные классы выделенных ПГ и их относительное содержание в составляющих клеточной культуры (табл. 2).
Ферментативная обработка ПГ ВКМ и клеток выявила преобладающее содержание хондроитин/дерматансульфатов по сравнению с гепарансульфатами – 2.6:1 для клеток и 2.5: для ВКМ. ПГ культуральной среды по результатам анализа состоят более чем на 90 % из хондроитин/дерматансульфатов.
Электрофоретический анализ фракций протеогликанов ВКМ, миобластов и кДа I II III IV - ВКМ культуральной среды. Объединенные фракции ПГ (I-IV) ВКМ, миобластов и культуральной среды, - полученные в результате ионообменной - хроматографии, анализировали с помощью - электрофореза в 7 %-ном ПААГ (рис. 4). Для окраски белков в геле использовали Кумасси G 250 (фиолетовая окраска), а для окраски - Клетки отрицательно заряженных ГАГ – альциановый синий (синяя окраска). Результаты - электрофоретического анализа этих фракций ПГ - полностью согласуются с графиками элюции ПГ с - Q-сефарозы (рис. 2). Исключение составила фракция II ПГ миобластов, которая дала синее окрашивание в ПААГ, но на графике элюции КС - окраски этой фракции ДМС не было получено, - 97 что, возможно, связано с наличием в этой фракции гиалуроновой кислоты или нуклеиновых - кислот, которые окрашиваются альциановым синим, но не взаимодействуют с красителем - ДМС.
Выявление коровых белков и масс Рис. 4. Электрофорез в 7 %-ном ДСН-ПААГ фракций протеогликанов внеклеточного спектрометрическая идентификация выделенных матрикса (ВКМ), миобластов (клетки) и культуральной среды (КС), полученных протеогликанов. Коровые белки выделенных ПГ после разделения на Q-сефарозе.
выявляли при сопоставлении электрофореграмм I – IV – объединенные фракции градиента фракций ПГ до и после обработки ферментами.
Для анализа были взяты фракции, которые содержали максимальное количество ПГ по результатам ионообменной хроматографии: фракция III ПГ миобластов, фракции III и IV ПГ ВКМ, фракция IV культуральной среды. Согласно данным, приведенным в табл. 2, ПГ ВКМ и культуральной среды состоят преимущественно из хондроитин/дерматансульфатов, а также содержат небольшое количество гепарансульфатов. Обработка этих фракций хондроитиназой АВС и гепариназой III позволила выявить коровые белки ПГ при электрофорезе. На рис. 5 приведены данные электрофоретического анализа ПГ ВКМ после ферментативной обработки. Электрофорез фракций III и IV ПГ ВКМ показал, что ПГ обеих фракций – высокомолекулярные 1 2 3 4 5 6 7 соединения, которые не входят в 7 %-ный кДа ПААГ и задерживаются на старте (рис. 5, 216 дорожки 1 и 4 соответственно). В результате обработки фракций III и IV 120 - хондроитиназой АС, специфичной в отношении хондроитинсульфатов, 76 появляются новые белковые полосы 67 (дорожки 2 и 5). При сопоставлении этих полос с картиной, которую дает сам Рис. 5. Электрофорез фракций III и IV ПГ ВКМ в 7 %-ном ДСН-ПААГ. фермент (дорожка 7), к коровым белкам ПГ 1 – фракция III ВКМ (контроль без могут быть отнесены полоса с мол. массой фермента);
2 – фракция III ВКМ после около 230 кДа, обнаруженная во фракции обработки хондроитиназой АС;
3 – фракция III ВКМ после обработки III, и полосы в области мол. масс 140– гепариназой III;
4 – фракция IV ВКМ (контроль без фермента);
5 – фракция IV кДа, которые слабо выявляются во фракции ВКМ после обработки хондроитиназой АС;
6 – фракция IV ВКМ после обработки III (дорожка 2) и становятся более гепариназой III;
7 – хондроитиназа АС;
8 гепариназа III. отчетливыми во фракции IV (дорожка 5).
Полосы, выявляющиеся в контроле на фермент (дорожка 7), можно объяснить 1 2 присутствием БСА в фирменном препарате кДа хондроитиназы АС. В отличие от хондроитиназы 160 АС, обработка фракций III и IV (дорожки 3 и 6) 105 75 гепариназой IV не приводит к появлению новых полос по сравнению с контролем без 50 ферментативной обработки (дорожки 1 и 4).
Масс-спектрометрический анализ 35 коровых белков протеогликанов ВКМ показал, что высокомолекулярный коровый белок фракции III ВКМ является протеогликаном Рис. 6. Электрофорез фракции IV ПГ культуральной среды в 7 %-ном версиканом. Анализ коровых белков, ДСН-ПААГ.
выявленных во фракции IV, не дал достоверных 1 – фракция IV культуральной среды результатов. (контроль без фермента);
2 – фракция IV культуральной среды С помощью обработки ПГ фракции III после обработки хондроитиназой АВС;
3 – фермент хондроитиназа клеток смесью хондроитиназа АС и гепариназа АВС.
III был выявлен высокомолекулярный белок (200 кДа), которого нет ни в контроле без ферментативной обработки, ни в препарате фермента, и который, по-видимому, является коровым белком ПГ клеток. При масс-спектрометрическом анализе этого белка не было получено достоверных данных, позволяющих идентифицировать ПГ.
ПГ культуральной среды по данным анализа углеводного состава практически полностью представлены хондроитин/дерматансульфат ПГ, вследствие чего они были подвергнуты ферментативному расщеплению одним ферментом хондроитиназа АВС (рис.
6). Электрофорез ПГ фракции IV культуральной среды после ферментативной обработки позволил обнаружить 2 белковые полосы, очевидно, представляющие собой коровые белки ПГ: широкую полосу с мол. массой около 40 кДа и полосу с мол. массой около 90 кДа (дорожка 2). Электрофорез этой фракции после ферментативной обработки в градиентном геле 3 – 15 % дал возможность обнаружить 1 2 1 еще один коровый белок ПГ культуральной среды с мол. массой более кДа 205 300 кДа.
116 - Учитывая то, что ПГ культуральной 97 среды могут быть синтезированы 67 миобластами, а также происходить из ЭБС 55 - (как было показано нами ранее), провели 45 сравнительный электрофорез ПГ культуральной среды и ЭБС. На рис. Б А представлен электрофорез фракции IV ПГ культуральной среды и ЭБС, содержащей Рис. 7. Электрофорез фракции IV ПГ эмбриональной бычьей сыворотки (А) и подавляющее количество ПГ, до и после культуральной среды (Б) в 7 %-ном ДСН ферментативной обработки ПААГ.
хондроитиназой АВС. В случае ЭБС 1 – фракция IV КС(ЭБС) (контроль без фермента);
2 – фракция IV КС(ЭБС) после обработка ферментом привела к обработки хондроитиназой АВС;
3 – фермент хондроитиназа АВС.
исчезновению полосы в области 140 кДа (рис. 7, А, дорожка 1) и появлению одной новой полосы (рис. 7, А, дорожка 2), не считая полос фермента, в отличие от препарата ПГ культуральной среды, ферментативное расщепление которого привело к появлению 2 новых полос (рис. 7, Б, дорожка 2). Полоса с мол. массой около 90 кДа, которая есть в обоих препаратах, очевидно представляет собой коровый белок ПГ сыворотки. Более низкомолекулярный белок в районе 40 кДа, проявившийся только в препарате культуральной среды, по-видимому, является коровым белком ПГ, синтезированного самими миобластами.
Масс-спектрометрически проанализированные коровые белки культуральной среды оказалались коровыми белками ПГ бигликана (рис. 6, дорожка 2, низкомолекулярный белок), ПГ интер-альфа-ингибитора трипсина (рис. 6, дорожка 2, высокомолекулярный белок) и ПГ коллагена XII. Интер-альфа-ингибитор трипсина, очевидно, является ПГ сыворотки, поскольку есть и в культуральной среде и в ЭБС (рис. 7, А). ПГ бигликан, коровый белок которого появляется только после расщепления фракции IV ПГ культуральной среды, по видимому, синтезируется самими миобластами Влияние протеогликанов на адгезию миобластов.
а ПГ ВКМ, как и ПГ культуральной среды (далее ВКМ(КС)), нанесенные на подложку в концентрации 20 мкг/мл, полностью препятствовали адгезии миобластов (рис. 8, а). В качестве контролей использовали ПГ декорин, который подобно ПГ ВКМ(КС) содержит цепи хондроитинсульфата, и фибронектин. Декорин, как и ПГ ВКМ(КС), ингибировал адгезию б клеток (рис. 8, б), тогда как на фибронектине происходило нормальное прикрепление и распластывание клеток (рис. 8, в).
Распластывание миобластов на фибронектине ухудшалось при добавлении к нему декорина или ПГ ВКМ(КС) в концентрации в 20 мкг/мл (рис. 9, а, г), причем ПГ ВКМ(КС) ингибировали адгезию сильнее по сравнению с декорином. Увеличение концентрации декорина и ПГ до 100 мкг/мл (концентрация, необходимая для последующей ферментативной обработки) усилило их ингибирующее действие на адгезию миобластов (рис. 9, б, д), а в случае ПГ Рис. 8. Адгезия миобластов L6J1 на ВКМ(КС) вызвало агрегацию клеток (рис. 9, д).
протеогликанах ВКМ(КС) (а), декорине (б) и фибронектине (в). Здесь и на рис. 9 Обработка субстрата, состоящего из 20 мкг/мл показаны прижизненные микрофотографии фибронектина и 100 мкг/мл декорина или ПГ клеток. Об.10х.
ВКМ(КС), хондроитиназой АВС, расщепляющей цепи хондроитинсульфата, привела к нормализации адгезии и распластывания миобластов (рис. 9, в, е).
Данные, полученные при изучении адгезии миобластов под действием хондроитинсульфат ПГ, указывают на возможность участия ПГ в регуляции адгезивных свойств миобластов. ПГ ВКМ миобластов и декорин, относящиеся к классу хондроитинсульфат ПГ, подавляют адгезию миобластов. Ингибирующие адгезию действие ПГ опосредовано их углеводными цепями.
д а б г е в Рис. 9. Адгезия миобластов L6J1 на фибронектине в присутствии декорина и протеогликанов ВКМ(КС). Везде фибронектин (20 мкг/мл) и дополнительно: а – декорин (20 мкг/мл);
б – декорин ( мкг/мл);
в – декорин (100 мкг/мл) с последующей обработкой нанесенного субстрата хондроитиназой АВС;
г – ПГ ВКМ(КС) (20 мкг/мл);
д – ПГ ВКМ(КС) (100 мкг/мл);
е – ПГ ВКМ(КС) (100 мкг/мл) с последующей обработкой нанесенного субстрата хондроитиназой АВС.
Влияние протеогликанов и гликозаминогликанов в комбинации с основным фактором роста фибробластов (bFGF) на пролиферацию миобластов.
ГАГ являются компонентами ПГ, и именно они связывают факторы роста, модулируя их действие на клетки, поэтому собственно ГАГ часто используют для анализа функций ПГ.
Гепарин не входит в состав ПГ, но его рассматривают как аналог гепарансульфат ПГ ткани.
Исходя из определяющей роли состава углеводных цепей ПГ в регуляции активности факторов роста, исследовали влияние ГАГ разных классов (гепарин, хондроитинсульфат, дерматансульфат) в сочетании с bFGF на пролиферацию % миобластов.
** Концентрация ГАГ была 200 * выбрана на основе данных, приведенных в литературе (Villena and Brandan 2004).
Результаты оценки действия ГАГ как модуляторов 18ч 24ч активности bFGF приведены на контроль рис. 10. Добавление в bFGF bFGF + гепарин инкубационную среду, наряду с bFGF + дерматансульфат bFGF + хондроитинсульфат bFGF, различных ГАГ модулирует действие фактора.
Рис. 10. Действие bFGF (20 нг/мл) и гликозаминогликанов на Гепарин к 24 ч вызвал некоторое пролиферацию миобластов L6J1.
увеличение включения метки.
N = 3;
приведены средние +/- SD;
t-тест;
* р 0.05.
Дерматансульфат наиболее эффективно стимулировал активирующее пролиферацию миобластов действие bFGF – в точке 24 ч прирост включения метки в присутствии дерматансульфата составил 20 % по отношению к действию самого фактора. Напротив, добавление хондроитинсульфата привело даже к некоторому снижению действия bFGF. Полученные данные указывают на разнонаправленное действие различных ГАГ ПГ в комбинации с bFGF на ростовую активность миобластов. При этом гепарин и дерматансульфат могут усиливать действие ростовых факторов, тогда как в присутствии хондроитинсульфата интенсивность пролиферации миобластов имеет тенденцию к снижению.
Влияние гликозаминогликанов (хондроитинсульфат, дерматансульфат, гепарин) и протеогликана декорина на дифференцировку миобластов.
Фиксированные 6 сут 10 сут 14 сут клетки Контроль Хондроитинсульфат Гепарин Декорин Дерматансульфат Рис. 11. Дифференцировка миобластов L6J1 в присутствии гликозаминогликанов (хондроитинсульфат, дерматансульфат, гепарин) и декорина. Показаны прижизненные фотографии клеток везде кроме последней колонки, в которой приведены снимки клеток, фиксированных на 14-е сутки культивирования и окрашенных по Романовскому-Гимзе.
На рис. 11 приведены фотографии А миобластов, полученные на разных сроках контроль миотубы дифференцировки. Анализ фотографий с Площадь клетки, отн. ед.
800 хондроитин помощью программы ImageJ позволил сульфат декорин выделить две популяции клеток (миотубы и дерматан миобласты), которые различались по сульфат гепарин вытянутости и площади. На рис. 12 и рис. миобласты представлена динамика изменения этих параметров клеток в течение 2 нед 6 10 дифференцировки. Миобласты в целом сутки однородны по площади и вытянутости на Рис. 12. Изменение площади клетки (миобласта или миотубы) в процессе дифференцировки всех сроках культивирования, в то время миобластов на разных сроках культивирования.
как площадь и степень вытянутости миотуб Rp/Rа возрастает в ходе дифференцировки (рис. миотубы 3,8 контроль Коэффициент вытянутости клетки и рис. 13). Вытянутость миотуб в 3, 3,6 хондроитин присутствии гепарина достоверно меньше, сульфат 3, чем в контроле, на всех сроках декорин 3, 3, культивирования. Между тем нет различий дерматан 3, сульфат 3, по вытянутости миотуб между остальными гепарин миобласты добавками и контролем (рис. 13).
1, 1, Количество миотуб относительно 1, всех клеток на фотографии возрастает по 1, 6 10 мере культивирования для всех добавок сутки (рис. 14). В случае гепарина количество Рис. 13. Изменение вытянутости клетки (миобласта или миотубы) в процессе миотуб также возрастает, но медленнее, чем дифференцировки миобластов на разных сроках в контроле. В присутствии гепарина культивирования.
появляется в среднем в 2 раза меньше % миотуб, чем в контроле (рис. 14). В контроль Количество миотуб присутствии остальных агентов количество хондроитин сульфат миотуб достоверно не отличается от декорин контроля.
дерматан сульфат гепарин Рис. 14. Изменение относительного количества миотуб 6 10 в процессе дифференцировки миобластов на разных сутки сроках культивирования.
ВЫВОДЫ 1) Доля протеогликанов, выделенных из всех фракций (культуральная среда, клетки и внеклеточный матрикс) культуры миобластов L6J1, составляет 0.04-0.30 % от содержания белка.
2) Основным классом протеогликанов культуры миобластов L6J1 являются хондроитин/дерматансульфат протеогликаны, составляющие 91, 51 и 65 % общего количества протеогликанов культуральной среды, клеток и внеклеточного матрикса соответственно.
3) По результатам масс-спектрометрического анализа основным хондроитинсульфат содержащим протеогликаном культуральной среды, кондиционированной миобластами L6J1 является бигликан, а внеклеточного матрикса – версикан.
4) Протеогликаны внеклеточного матрикса миобластов L6J1 и культуральной среды, а также хондроитин/дерматансульфат декорин, препятствуют адгезии миобластов.
Ферментативная деградация углеводных цепей хондроитиназой АВС устраняет ингибирующее адгезию миобластов действие протеогликанов.
5) Углеводные компоненты протеогликанов – гликозаминогликаны – влияют на пролиферацию миобластов L6J1 в присутствии основного фактора роста фибробластов. Дерматансульфат, а также гепарин, в сочетании с фактором роста фибробластов усиливают стимулирующее пролиферацию миобластов действие фактора, тогда как хондроитинсульфат подавляет рост-стимулирующую активность фактора.
6) Гликозаминогликан гепарин замедляет дифференцировку миобластов, в то время как другие гликозаминогликаны – хондроитинсульфат, дерматансульфат – и протеогликан декорин не влияют на скорость дифференцировки. Миотубы, образующиеся в присутствии гепарина, имеют менее вытянутую форму.
ПУБЛИКАЦИИ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ 1. Ермакова И.И., Сакута Г.А., Мокрушин А.Л., Морозов В.И. Протеогликаны эмбриональных фибробластов крысы RAT 2. Тр. VI Междунар. конференции «Молекулярная генетика соматических клеток», 12-16.12.2005, Москва. C. 94.
2. Ермакова И.И., Сакута Г.А., Морозов В.И. Выделение протеогликанов из культуры эмбриональных миобластов крысы. 10-я Пущинская школа – конф. молодых ученых «Биология – наука XXI века», 17-21.04.2006, Пущино. С. 74.
3. Ермакова И.И., Сакута Г.А., Мокрушин А.Л., Черткова Т.А., Морозов В.И.
Протеогликаны культуры трансформированных миобластов крысы L6J1. Цитология. 2006.
Т. 48. № 9. С. 762.
4. Ермакова И.И., Сакута Г.А., Мокрушин А.Л., Черткова Т.А., Романюк А.В., Морозов В.И. Выделение и характеристика протеогликанов культуры миобластов крысы L6J1.
Биохимия. 2007. Т. 72. № 4. С. 560-567.
5. Ермакова И.И., Сакута Г.А., Мокрушин А.Л., Черткова Т.А. Протеогликаны скелетных мышц как регуляторы активности фактора роста гепатоцитов. Тр. 10-й Всероссийской медико-биологической конференции молодых исследователей «Человек и его здоровье», 20-21.04.2007, Санкт-Петербург. С. 275-276.
6. Ермакова И.И., Сакута Г.А., Мокрушин А.Л., Черткова Т.А., Морозов В.И. Изучение состава протеогликанов, синтезируемых трансформированными миобластами крысы L6J в культуре. Цитология. 2007. Т. 49. № 9. С. 745.
7. Ермакова И.И., Сакута Г.А., Мокрушин А.Л., Черткова Т.А., Морозов В.И.
Протеогликаны внеклеточного матрикса миобластов l6j1. Характеристика и влияние на адгезию миобластов. Тр. IV съезда Российского общества биохимиков и молекулярных биологов, 11-15.05.2008, Новосибирск. С. 108.
8. Ермакова И.И., Сакута Г.А., Мокрушин А.Л., Черткова Т.А., Романюк А.Л., Морозов В.И. Протеогликаны внеклеточного матрикса миобластов l6j1. Характеристика и влияние на адгезию миобластов. Цитология. 2008. Т.50. № 8. С. 692-699.
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ Alvarez K, Fadic R, Brandan E. (2002) J. Cell Biochem., 85, 703–713 — Bernfield M., Gtte M., Park P.W., Reizes O., Fitzgerald M.L., Lincecum J., Zako M. (1999) Annu. Rev. Biochem., 68, 729–777 — Brown C.T., Nugent M. A., Lau F. W., Trinkaus-Randall V. (1999) J. Biol.
Chem., 274, 7111–7119 — Carey D. J., Stahl R. C. (1990) J. Cell Biol., 111, 2053–2062 — Charge S.B.P., Rudnicki M.A. (2004) Physiol. Rev., 84, 209–238 — Cool S. M., Nurcombe V.
(2006) J. Cell. Biochem., 99, 1040–1051 — Cceres S., Cuellar C., Casar J.C., Garrido J., Schaefer L., Kresse H., Brandan E (2000) Eur. J. Cell Biol., 79, 173–181 — Casar J.C., Cabello-Verrugio C., Olguin H., Aldunate R., Inestrosa N.C., Brandan E. (2004) J. Cell Sci., 117, 73–84 — Droguett R, Cabello-Verrugio C, Riquelme C, Brandan E (2006) Matrix Biol., 25, 332–341 —Evanko S. P., Tammi M. I., Tammi R. H., Wight T. N. (2007) Adv. Drug. Deliv.
Rev., 59, 1351–1365 — Iozzo R.V. (1999) J. Biol. Chem., 274, 18843–18846 — Iozzo R.V., Murdoch A. D. (1996) FASEB J., 10, 598–614 — Iozzo R.V. (2000) N.Y., Marcel Dekker Inc., 442 p. — Iozzo R.V. (2001). Methods Mol. Biol., 171, 576 p. — Jin P., Sejersen T., Ringertz N.R. (1991) J Biol Chem., 266, 1245–1249 — Kresse H., Schonherr E. (2001) J. Сell. Physiol., 189, 266–274 — Kroll T.G., Peters B.P., Hustad C.M., Jones P.A., Killen P.D., Ruddon R.W.
(1994) J Biol Chem., 269, 9270–9277 — Laemmli U.K. (1970) Nature, 227, 680–685 — Langsdorf A., Do A.T., Kusche-Gullberg M., Emerson C.P.J., Ai X. (2007) Dev. Biol., 311, 464–477 — Liu C, McFarland DC, Nestor KE, Velleman SG (2006) Poult Sci., 85, 422–428 — Ruoslahti E., Yamaguchi Y. (1991) Cell, 64, 867–869 — Taipale J., Keski-Oja J. (1996) FASEB J., 11, 51–59 — Velleman S.G., Liu X., Eggen K.H., Nestor K.E. (1999) Poult. Sci., 78, 1619–1626 — Velleman S.G., Liu C., Coy C.S., McFarland D.C. (2006) Dev. Growth Differ. 48, 271–276 — Villena J., Brandan E. (2004) J. Cell Physiol., 198, 169–178 — Yanagishita M., Hascall V.C. (1987) Methods in Enzymology.,. 138, 279-289 — Young H.E., Carrino D.A., Caplan A.I. (1990) Mech. Ageing Dev., 53, 179–193.