Сравнительный анализ гибели клеток у цианобактерий и растений
На правах рукописи
Синицын Сергей Владимирович СРАВНИТЕЛЬНЫЙ АНАЛИЗ ГИБЕЛИ КЛЕТОК У ЦИАНОБАКТЕРИЙ И РАСТЕНИЙ 03.00.25 гистология, цитология, клеточная биология
АВТОРЕФЕРАТ
диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук
Москва 2007 2
Работа выполнена на кафедре физиологии микроорганизмов Биологического факультета Московского государственного университета им. М.В. Ломоносова.
Научный консультант: доктор биологических наук профессор В.Д. Самуилов Официальные доктор биологических наук оппоненты: профессор Ю.В. Балнокин кандидат биологических наук доцент О.Г. Полесская
Ведущая организация: Институт микробиологии им. С.Н.Виноградского РАН
Защита состоится 20 марта 2007 г. в 15 ч 30 мин на заседании диссертационного совета Д.501.001.52 при Московском государственном университете им. М.В.Ломоносова по адресу: 119992, Москва, Ленинские горы, д. 1, корп. 12, биологический факультет МГУ, ауд. М-1.
С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Биологического факультета МГУ им. М.В. Ломоносова.
Автореферат разослан 12.02.
Ученый секретарь диссертационного совета кандидат биологических наук Е.Н. Калистратова Актуальность работы. Гибель клеток может быть реализована несколькими способами. Для апоптоза характерны уменьшение объема клетки, сморщивание цитоплазматической мембраны, конденсация ядра, наличие разрывов ДНК и последующий распад ядра на части, фрагментация клетки на мембранные везикулы с внутриклеточным содержимым (апоптозные тельца), фагоцитируемые макрофагами и клетками-соседями (Самуилов, 2000). Аутофагия – саморазрушение клетки с участием ферментов вакуоли или лизосомы, которые поглощают и подвергают гидролизу капельки цитоплазмы (van Doorn and Woltering, 2005). Автолиз встречается как у про- (Lewis, 2000), так и у эукариот (Nakashima, 2000). При автолизе эукариотных клеток нарушается проницаемость мембраны лизосомы или тонопласта, гидролитические ферменты оказываются в цитоплазме и приводят к разрушению клетки. У бактерий автолиз является, по-видимому, основным способом программируемой клеточной смерти (ПКС) (Самуилов и др., 2000;
Гордеева и др., 2004) и реализуется при участии ряда гидролаз, названных автолизинами (Rice and Bayles, 2003). Биоэнергетические структуры эукариотной клетки играют важную роль при реализации механизмов ПКС. Дыхательная цепь митохондрий является одним из источников активных форм кислорода, вызывающих гибель клеток животных. Митохондрии являются поставщиком ряда апоптогенных факторов (цитохрома с, флавопротеина AIF и др.) при апоптозе у животных. Показано, что в ПКС растений принимают участие хлоропласты (Самуилов и др., 2002, Samuilov et al., 2003). Так, эпидермис листьев гороха содержит два типа клеток. Устьичные клетки, содержащие и хлоропласты, и митохондрии, гибнут по типу апоптоза (Samuilov et al., 2003). Как происходит гибель окружающих их эпидермальных клеток, содержащих только митохондрии, но не хлоропласты? Обнаруживают ли признаки ПКС клетки цианобактерий, которые по теории эндосимбиоза дали начало хлоропластам эукариот?
Цель и задачи работы. Цель работы – провести сравнительное изучение гибели клеток у цианобактерий и растений.
Задачи:
1. Разработать экспериментальную модель изучения программируемой клеточной гибели на цианобактерии Anabaena variabilis ATCC 29413 в условиях солевой и окислительной обработки.
2. Изучить состояние фотосинтетического и наследственного аппаратов при гибели клеток цианобактерии A. variabilis, вызванной солевым и окислительным воздействием.
Исследовать влияние Н2О2 на CN–-индуцированную гибель устьичных и 3.
эпидермальных клеток из листьев гороха.
CN– 4. Изучить действие акцепторов электронов в реакции Хилла на индуцированную гибель эпидермальных клеток из листьев гороха и клетки A. variabilis.
5. Изучить влияние ингибиторов переноса электронов в фотосинтетической электронтранспортной цепи хлоропластов на CN–-индуцированную программируемую смерть эпидермальных клеток из листьев гороха.
6. Испытать действие хинакрина, ингибитора NADPH-оксидазы плазматической мембраны, на CN–-индуцированную программируемую смерть эпидермальных клеток.
Научная новизна работы. Проведено сравнительное изучение клеточной гибели у цианобактерий и растений. Окислительная и солевая обработка A. variabilis вызывала сначала повреждение фотосистемы II (ФСII), а затем приводила к распаду фотосинтетических пигментов, лизису клеток, разрушению нуклеоидов. Потеря активности ФСII и нарушение фотосинтетического транспорта электронов при обработке клеток A. variabilis пероксидом водорода происходила вследствие экстракции Mn из кислородвыделяющего комплекса ФСII. Инкубация клеток с Н2О2 и CN– в течение 2 часов не оказывала влияния на спектры их поглощения. Продление времени инкубации до часов приводило к распаду фикобилинов и хлорофилла а, лизису клеток. Флуоресцентная микроскопия при окрашивании ДНК-специфичным красителем 4,6-диамидино-2 фенилиндолом (DAPI) позволила выявить разрушение нуклеоидов A. variabilis при солевой и окислительной обработке. Методом фазовой когерентной микроскопии показано снижение показателя преломления клеток в этих условиях. В устьичных клетках листьев гороха пероксид водорода усиливал CN–-индуцированное разрушения ядер в концентрациях 10-100 мкМ, вызывал образование многолопастных структур ядер и их фрагментацию. Ядра эпидермальных клеток листьев гороха, содержащих митохондрии, через 30 мин инкубации с Н2О2 и CN– подвергались деформации, вздутию и фрагментации. Показана CN– - и (CN–+Н2О2)-индуцированная олигонуклеосомная фрагментация ДНК, выделенной из эпидермиса листьев гороха. CN–-Индуцированное разрушение эпидермальных клеток не предотвращалось 3-(3',4'-дихлорфенил)-1,1 диметилмочевиной (DCMU), ингибитором транспорта электронов между первичным и вторичным пластохинонами, а также динитрофениловым эфиром йоднитротимола (DNP INT), конкурентным ингибитором окисления пластохинола на участке о b6f-цитохромного комплекса хлоропластов. Хинакрин как ингибитор NAD(P)H-оксидазы плазматической мембраны не предотвращал CN–-индуцированное разрушение ядер эпидермальных клеток. NAD(P)H-оксидаза плазматической мембраны, по-видимому, не участвует в CN– индуцированном разрушении ядер эпидермальных клеток.
Практическое значение работы. Результаты работы расширяют представления о происхождении механизмов программируемой клеточной гибели, роли фотосинтетических цепей переноса электронов в этих процессах у эу- и прокариот. Они могут быть использованы в курсах лекций и практикумах по клеточной биологии, цитологии, биоэнергетике, микробиологии и физиологии растений. В будущем исследования в области программируемой клеточной гибели цианобактерий могут помочь в решении проблемы цветения водоемов, а изучение ПКС у растений – при создании новых сортов растений, устойчивых к патогенам.
Апробация работы. Результаты работы были доложены на кафедре физиологии микроорганизмов биологического факультета МГУ (Москва, 2005), III съезде биофизиков России (Воронеж, 2004), VIII молодежной конференции ботаников (Санкт-Петербург, 2004), на стендовой сессии международной конференции «Российская биоэнергетика: от молекул к клетке» (Москва, 2005), XII международной научной конференции студентов, аспирантов и молодых ученых «Ломоносов-2005» (Москва, 2005), международной конференции «Рецепция и внутриклеточная сигнализация (Пущино, 2005), международной научной конференции «Физиология микроорганизмов в природных и экспериментальных экосистемах» (Москва, 2006), 14-й Европейской биоэнергетической конференции (Москва, 2006).
Публикации. По материалам диссертации опубликовано 9 работ.
Структура и объем диссертации. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов исследования, изложения результатов и их обсуждения, выводов и списка цитируемой литературы. Диссертация изложена на страницах, иллюстрирована 19 рисунками и 4 таблицами.
В обзоре литературы изложены современные представления о формах клеточной гибели, происхождении механизмов ПКС, их связи с биоэнергетикой клетки, особенностях клеточной гибели у растений и фототрофных микроорганизмов.
Список литературы содержит 164 источника.
Объекты и методы исследования Объекты исследования.
A. variabilis – цианобактерия из четвертой подгруппы порядка Nostocales семейства Nostocaceae. Характеризуется многоклеточным неветвящимся трихомом, который имеет прямую, спиральную или изогнутую форму. Клетки в трихоме сферической, цилиндрической и овальной формы с многослойной клеточной стенкой с пептидогликановым слоем. Деление клеток происходит интеркалярно в одной плоскости.
Трихомы не имеют чехлов, но часто имеется слизистый покров (Определитель бактерий Берджи, 1997).
Клетки цианобактерии A.variabilis ATCC 29413 выращивали при непрерывном освещении (~1000 лк) в периодических условиях на минеральной среде BG-11 (Rippka et al., 1979). В опытах использовали клетки из 3–5-суточных культур, находящихся в экспоненциальной фазе роста. Клетки осаждали центрифугированием при 2000 g, три раза отмывали 10 мM Hepes-NaOH-буферным раствором, рН 8,0, содержащим 25 мМ KCl, и суспендировали в том же буфере. В опытах с обработкой EDTA отмытые клетки инкубировали в буфере, содержащем 5 мМ Na2EDTA, в течение 10 мин и затем трижды отмывали от EDTA буферным раствором.
Другим объектом исследования служили пленки из нижнего эпидермиса листьев 7– 15-суточных проростков гороха (Pisum sativum L. сорта Альфа), выращенного в условиях постоянного освещения (~1000 лк) при 20–24С (Самуилов и др., 2000). Эпидермальные пленки отделяли пинцетом и помещали в дистиллированную воду. Пленки нижнего эпидермиса – монослой из клеток двух типов: устьичных (УК, содержат хлоропласты и митохондрии) и эпидермальных (ЭК, содержат только митохондрии).
ЭПР-Спектроскопия ЭПР-спектроскопию клеток цианобактерий проводили на кафедре биофизики биологического факультета МГУ им. М.В.Ломоносова совместно с К.Н.Тимофеевым. В работе был использован радиоспектрометр РЭ-1307. Суспензии клеток с содержанием хлорофилла а 1 мг/мл в 10 мМ Hepes-NaOH-буфере, рН 8,0, с 25 мМ KCl помещали в плоскую кварцевую кювету объемом 100 мкл с длиной оптического пути 0,02 см. Сигнал ЭПР реакционных центров Р700 индуцировали прямоугольными импульсами света длительностью 0,2 с непосредственно в резонаторе прибора лампой накаливания мощностью 300 Вт (2000 мкЕ/м2с). Условия измерения сигналов ЭПР: мощность СВЧ – мВт, амплитуда модуляции – 0,3 мТ, частота модуляции – 100 кГц, постоянная времени прибора – 10 мкс. Н2О2, NaCN и другие реагенты добавляли в суспензии клеток непосредственно перед регистрацией сигналов ЭПР. Все ЭПР-измерения проводили не менее, чем в трех повторностях, при комнатной температуре.
Когерентная фазовая микроскпия Метод когерентной фазовой микроскопии разработан под руководством профессора В.П. Тычинского в Московском институте радиотехники, электроники и автоматики в лаборатории когерентной оптики, научное сотрудничество с которой позволило провести изучение показателя преломления клеток цианобактерии. Измерения на когерентном фазовом микроскопе «Эйрискан» проводили совместно с А.В. Кретушевым и сотрудниками лаборатории когерентной оптики.
Оптическая схема когерентного фазового микроскопа «Эйрискан» является модификацией схемы микроинтерферометра Линника (Тычинский, 2001). В качестве источника когерентного излучения использовали одномодовый Не-Ne-лазер ЛГ-207А (632,8 нм), что обеспечило высокую точность фазовых измерений (до 0,3 нм) (рис. 1).
Излучение лазера отражается от полупрозрачного слоя светоделителя;
часть излучения через объектив попадает на объект и после отражения и вторичного прохождения через светоделитель – на фотокатод диссектора. Второй (опорный) луч, отражаясь от зеркала, закреплённого на пъезо-преобразователе, проецируется на фотокатод координатно чувствительного фотоприемника - диссектора ЛИ-620, где интерферирует с предметным лучом. Управление колебаниями пьезо-преобразователя, а также развёрткой диссектора осуществляется с помощью электронного блока, в котором формируется измерительный интервал и напряжение управления фазой опорной волны, а также производится оцифровка выходного сигнала. Скорость ввода изображения определяли частотой модуляции 1 кГц (или 1 мс на пиксель). Цианобактерии помещали между полированной кремниевой подложкой и покровным стеклом.
Инфильтрация и инкубация эпидермальных пленок из листьев гороха с реагентами Для быстрой доставки добавленных реагентов в клетки эпидермиса из листьев гороха использовали метод инфильтрации путем вакуумирования. Эпидермальные пленки инкубировали в растворе реагентов при 5–8 мм Hg в течение 1 мин. Образцы помещали в полистирольные планшеты и инкубировали в дистиллированной воде с добавками реагентов (состав представлен в подписях к рисункам) при комнатой температуре в темноте или под люминесцентной лампой при интенсивности света ~1000 лк.
Фиксация объекта, окрашивание и оптическая микроскопия По завершении инкубации образцы обрабатывали 5 мин фиксатором Батталья (смесь хлороформа, 96%-ного этанола, ледяной уксусной кислоты и 40%-ного формалина в соотношении 5:5:1:1). Вслед за этим образцы отмывали этанолом 10 мин для удаления фиксатора, инкубировали 5 мин в воде и окрашивали красителем ядер, гематоксилином Карацци, в течение 20 мин. Окрашенные эпидермальные пленки отмывали водопроводной водой и исследовали с применением светового микроскопа. Из 300–500 клеток определяли долю клеток с разрушенными ядрами и лишенных ядер (Самуилов и др., 2000).
Флуоресцентная микроскопия Для флуоресцентной микроскопии пленки эпидермиса фиксировали, как описано выше, и окрашивали 4,6-диамидино-2-фенилиндолом дигидрохлоридом (DAPI, 0,2 мкМ водный раствор) в течение 15 мин. Клетки цианобактерии A. variabilis окрашивали в мкМ DAPI в течение 1 часа без фиксации. Наблюдения проводили на флуоресцентном микроскопе с конфокальной приставкой Carl Zeiss Axiovert 200M (Германия) при длине волны возбуждающего света 360–380 нм, а также в режиме фазового контраста.
Экстракция и электрофорез ДНК Эксперименты по исследованию фрагментации ДНК проводили в совместной работе с Н.В. Лобышевой (НИИ физико-химической биологии им. А.Н. Белозерского МГУ им. М.В. Ломоносова). ДНК выделяли из нижнего эпидермиса 10-дневных проростков гороха сорта Альфа. Навеска эпидермиса для выделения ДНК составляла 25 – 35 мг. После инкубации с реагентами, образцы растирали в ступке с жидким азотом и суспендировали в лизирующем буферном растворе (0,05 М Трис-НСl, pH 7,4, 0,025 М ЭДТА, 1%-ный додецилсульфат натрия) при комнатной температуре. Гомогенаты дважды депротеинизировали встряхиванием с фенолом. Нуклеиновые кислоты из отделенной центрифугированием водной фазы осаждали добавлением 1 объема изопропанола. После растворения осадка в ТЕ-буфере (0,05 М Трис-НСl, рН 7,5, 0,005 М ЭДТА) к смеси добавляли раствор РНКазы А (Sigma, США) в концентрации 100 мкг/мл и смесь инкубировали 20 мин при 37°. После повторной фенольной депротеинизации ДНК осаждали добавлением изопропанола и осадок растворяли в ТЕ-буфере. Электрофорез препаратов ДНК проводили в течение 1,5 ч при 4–5 В/см в 1%-ном агарозном геле в 0, М Трис-ацетатном буфере, pH 8,0, содержащем бромистый этидий (0,5 мкг/мл).
Результаты и их обсуждение Н2О2 подавляет фотосинтетический перенос электронов и вызывает гибель клеток цианобактерии A. variabilis Рисунок 2, а иллюстрирует фотоиндуцированный сигнал ЭПР с g-фактором 2,0026, обусловленный окислением Р700, первичного донора электрона ФСI в клетках A. variabilis. В ответ на освещение устанавливается стационарный уровень Р700+. В темноте происходит восстановление Р700+, и сигнал ЭПР исчезает с полувременем (t1/2) мс (табл. 1). Н2О2 увеличивал амплитуду сигнала ЭПР и замедлял его послесветовую релаксацию (рис. 2, б и табл. 1). CN– снижал амплитуду сигнала Р700+, но не влиял на скорость его темнового затухания (рис. 2, в и табл. 1). Этот результат свидетельствует об ингибирующем действии Н2О2 на восстановление компонентов электрондонорной ветви ФСI.
Таблица 1. Амплитуда сигнала ЭПР реакционных центров Р700 и время t1/ их послесветового восстановления в клетках A. variabilis до и после обработки EDTA Добавки Концентрация, Амплитуда Время t1/ мМ сигнала ЭПР, % темновой релаксации сигнала ЭПР, мс До обработки EDTA Контроль – 100 H2O2 25 120 NaCN 1 70 EDTA 10 100 H2O2 + NaCN 100 + 1 120 H2O2 + NaCN + EDTA 100 + 1 + 10 110 После обработки EDTA Контроль – 100 H2O2 25 100 NaCN 1 70 H2O2 + NaCN + EDTA 100 + 1 + 10 100 Увеличение времени послесветовой релаксации сигнала ЭПР реакционных центров ФСI, по-видимому, связано с экстракцией марганца из кислородвыделяющего комплекса (КВК) и ингибированием фотосинтетического транспорта электронов на уровне ФСII.
Mn2+ Ионы в водных растворах характеризуются шестиполосным спектром ЭПР. Сигнал ЭПР исчезал в присутствии комплексообразователя EDTA и снижался при добавлении CN–: связанный Mn не дает характеристического спектра ЭПР.
Несвязанный (или, возможно, непрочно Mn2+ связанный) содержится в отмытых клетках A. variabilis (рис. 3, а) и составлял 20% общего марганца клеток. Добавление HCl к суспензии клеток приводило к значительному увеличению сигнала ЭПР в результате высвобождения связанного марганца и его Mn2+ восстановления до (рис. 3, а, в).
2+ Содержание свободного Mn в клетках возрастало до 25% при добавлении H2O2 в концентрации 40 мМ (рис. 3, б) и даже до 30% общего марганца при добавлении H2O2 в концентрации 200 мМ и значительно снижалось при обработке клеток EDTA (рис. 3, г). Высвобождение марганца из КВК при воздействии H2O2 приводило к окислительному повреждению реакционных центров ФСII, так как КВК не мог эффективно восстанавливать P680+ (Самуилов и др., 2004, Hakala et al., 2005).
Таблица 2. Индуцированное Н2О2 разрушение фикоцианина (D630–720 нм), хлорофилла а (D680–720 нм) и уменьшение светорассеяния (D720 нм) суспензий клеток A. variabilis. Клетки инкубировали в темноте с Н2О2 в течение 20 ч Н2О2, мМ D630–720 нм D680–720 нм D720 нм 0 0,18 0,17 0, 1 0,11 0,12 0, 10 0,08 0,12 0, 100 0,03 0,08 0, Темновая инкубация клеток с H2O2 и CN– (добавленного для ингибирования H2O2 разлагающих гемовых ферментов – каталазы и пероксидаз) в течение 2 ч не оказывала влияния на спектры поглощения. Увеличение срока инкубации с Н2О2 до 20 часов приводило к прогрессирующему с увеличением концентрации H2O2 снижению оптической плотности фикобилинов и в меньшей степени хлорофилла а, а также к уменьшению светорассеяния клеточных суспензий (табл. 2). Значительному разрушению.
подвергался фикоцианин (табл. 2), нейтрализующий радикалы НО•, НО2•, О2, а также пероксинитрит (см. Bhat and Madyastha, 2001 и литературу, цитированную там).
Таким образом, Н2О2 вызывал экстракцию марганца из интактных клеток цианобактерий, подавлял активность КВК и фотосинтетический перенос электронов, приводил к разрушению фотосинтетического аппарата и гибели клеток A. variabilis.
Состояние клеток A. variabilis при солевой обработке и инкубации с Н2О2 и менадионом Ранее показано, что внутриклеточное образование Н2О2 в присутствии менадиона (витамина К3), также как и добавленный Н2О2 в концентрациях 0,1–10 мМ, ингибируют рост цианобактерий (Самуилов и др., 1999). Добавление 100 мМ NaCl вызывает гибель A. variabilis по механизму апоптоза: в клетках увеличивается активность протеаз, происходит фрагментация ДНК, цитоплазма вакуолизируется, на терминальной стадии клетки подвергаются автолизу (Ning et al., 2002).
Клетки A. variabilis инкубировали с 0,5 М NaCl, 10 мМ Н2О2 и 0,1 мМ менадиона.
Изучение при помощи световой микроскопии в контроле, без добавок, показало, что A. variabilis образует длинные нити вегетативных клеток. Флуоресцентная микроскопия с окраской при помощи DAPI показала, что ДНК нуклеоидов флуоресцирует в виде гранул преимущественно в центре клеток. Флуоресценция хлорофилла наблюдалась во всех клетках. Трихомы укорачивались при инкубации с 0,5 М NaCl в течение 20 часов.
Флуоресценция DAPI-ДНК в клетках снижалась, в некоторых исчезала полностью (рис. 4, а). Обработка менадионом вызывала исчезновение флуоресценции нуклеоидов, связанной с DAPI у части клеток, при добавлении пероксида водорода нуклеоиды разрушались почти во всей популяции A. variabilis (рис. 4, а и б). Флуоресценция хлорофилла при этом сохранялась (рис. 4). Сходные данные в отношении показателя преломления в центре клетки цианобактерии были получены с использованием когерентной фазовой микроскопии клеток A. variabilis, обработанных 0,5 М NaCl, 10 мМ Н2О2 и 0,1 мМ менадиона.
Ингибирующее действие солевой (Allakhverdiev et al., 2002) и окислительной (Nishiyama et al., 2005) обработки связывают с подавлением синтеза белка D1 ФСII на уровне транскрипции и трансляции. Добавление менадиона вызывает внутриклеточную генерацию Н2О2. Менадион способен образовывать О2· и Н2О2, восстанавливаясь ФС II, b6f-цитохромным комплексом и ФС I хлоропластов и окисляясь кислородом.
Действие Н2О2 на CN–-индуцированное разрушение ядер устьичных и эпидермальных клеток из эпидермиса листьев гороха Ранее было показано, что CN– является эффективным индуктором ПКС у растений и вызывает разрушение ядер УК и ЭК (Самуилов и др., 2000). Пероксид водорода усиливал CN–-индуцированное разрушение ядер в устьичных клетках листьев гороха в концентрациях 10–100 мкМ. Стимулирующее действие Н2О2 на разрушение ядер ЭК, обработанных 2,5 мМ KCN, было ниже, чем на УК, проявлялось при более высоких концентрациях Н2О2 (100 мкМ и выше) и на некоторых препаратах эпидермиса отсутствовало.
Рис. 5 иллюстрирует данные оптической (а) и флуоресцентной (окраска DAPI) микроскопии (б, в, г) клеток в пленках эпидермиса. DAPI – проникающий в клетки флуоресцирующий краситель, который связывается с обогащенными тимином и аденином участками в малых бороздках двунитевой ДНК (см. Trotta et al., 2003 и литературу, цитированную там). Морфология ядер ЭК значительно менялась уже через 30 мин инкубации с CN– и Н2О2 (рис. 5, б, II и в, II): происходили их вздутие и деформация, разделение на доли, вызванные фрагментацией ДНК. Спустя 2,5 ч инкубации с CN– и Н2О2 ядра ЭК исчезали (рис. 5, а, б, III). Структурные изменения ядер УК происходили позднее. Образование многолопастных структур в ядрах УК, их фрагментация наблюдались через 8 ч инкубации с CN– и Н2О2 (рис. 5, г, II). CN–-Индуцированное разрушение ядер УК зависит от активных форм кислорода (АФК) (Samuilov et al., 2003).
Межнуклеосомная фрагментация ДНК при обработке CN– и CN– + Н2О Одним из признаков апоптоза эукариот является распад ДНК на фрагменты, кратные размеру нуклеосомы – 180-200 пар оснований (Wyllie, 1980). Образование таких фрагментов хорошо регистрируется методом электрофореза. На рис. 6 представлены электрофореграммы препаратов ДНК, выделенных из нижнего эпидермиса листьев 10 дневных проростков гороха. Обработка пленок эпидермиса 2,5 мМ CN– в течение 15 и мин не вызывала фрагментации ДНК (рис. 6, а). В контроле (без добавок) ДНК не образовывала расщепленных фрагментов. При обработке 2,5 мМ CN– характерная для апоптоза «лестница» наблюдалась через 3 ч инкубации, при этом значительная часть ДНК находится в высокомолекулярной форме (рис. 6, б). Через 6 ч инкубации эпидермальных пленок с CN– межнуклеосомный распад ДНК продолжался, уменьшалось количество высокомолекулярной ДНК. При обработке эпидермиса комбинацией CN– и Н2О наблюдалось усиление распада ДНК на фрагменты (рис. 6, в). Так, фрагментация ДНК начиналась уже через 30 мин инкубации с CN– + Н2О2. Интенсивность фрагментации ДНК увеличивалась со временем инкубации. Через 3 и 6 часов инкубации доля фрагментированной низкомолекулярной ДНК была заметно выше при обработке CN– + Н2О2, чем при обработке одним CN– (рис. 6, в).
Влияние ингибиторов электронтранспортных цепей на CN–-индуцированное разрушение ядер эпидермальных клеток CN–-Индуцированный апоптоз УК предотвращался DCMU, ингибитором транспорта электронов между первичным (QA) и вторичным (QB) пластохинонами в ФСII хлоропластов, и DNP-INT, ингибитором окисления пластохинола на участке o b6f цитохромного комплекса хлоропластов (Самуилов и др., 2002, Samuilov et al., 2003). Их действие на УК снималось или резко снижалось при обработке эпидермиса комбинацией CN– + Н2О2 (рис. 7). Возможно, между УК и ЭК существует взаимодействие на уровне активных форм кислорода и сигнал о гибели передается от УК к ЭК. Для проверки этого предположения изучено действие DCMU и DNP-INT на CN–-индуцированное разрушение ядер ЭК. Сами по себе DCMU и DNP-INT не вызывали разрушения ядер ЭК (рис. 7), CN– вызывал почти 100%-ное разрушение ядер ЭК. Свет, DCMU и DNP-INT лишь незначительно влияли на этот процесс, что не подтверждает взаимодействия УК и ЭК в апоптозном разрушении ядер ЭК.
Действие хинакрина на CN–-индуцированное разрушение ядер ЭК Было испытано действие хинакрина, ингибитора NAD(P)H-оксидазы плазматической мембраны (Van Gestelen et al., 1997, Papadakis and Roubelakis-Angelakis, 1999, Frahry and Schopfer, 2001, Dat et al., 2003). Хинакрин в концентрациях до 100 мкМ не влиял на дыхание митохондрий и фотосинтетическое выделение O2 хлоропластами в нарезках листьев, но предотвращал CN–-индуцированное разрушение ядер УК в плёнках эпидермиса листьев (Самуилов и др., 2006). Хинакрин сам по себе не вызывал разрушения ядер ЭК и не влиял на CN–-индуцированное разрушение ядер ЭК (рис. 8).
Гибель УК и ЭК в пленках эпидермиса гороха зависит от наличия АФК и предотвращается антиоксидантами или в анаэробных условиях (Самуилов и др., 2002, Samuilov et al., 2003). Хинакрин ингибировал Н2О2-зависимое окисление нефлуоресцирущего DCFH до флуоресцирующего DCF в ответ на добавление Н2О2 или менадиона (Самуилов и др., 2006).
Таким образом, NAD(P)H-оксидаза плазматической мембраны, вероятный источник активных форм кислорода при программируемой гибели устьичных клеток в эпидермисе листьев гороха (Самуилов и др., 2006), по-видимому, не участвует в CN–-индуцированном разрушении ядер ЭК.
Выводы 1. Предложена экспериментальная модель изучения программируемой клеточной гибели на цианобактерии A. variabilis в условиях солевой и окислительной обработки.
2. Н2О2 оказывал деструктивное воздействие на цианобактерию A. variabilis, вызывал распад фикобилинов и хлорофилла а. Инкубация клеток с пероксидом водорода вызывала повреждение ФСII, экстракцию Mn2+ из кислородвыделяющего комплекса, подавляла фотосинтез.
3. Солевая (NaCl) и окислительная (Н2О2, менадион) обработка A. variabilis приводили к гибели клеток с признаками программируемой смерти – разрушением нуклеоидов и фотосинтетического аппарата. Разрушение наследственного аппарата является универсальным звеном при ПКС у бактерий и эукариот.
Н2О2 значительно усиливал CN–-индуцированную гибель устьичных клеток в 4.
эпидермисе, изолированном из листьев гороха и, в меньшей степени, гибель эпидермальных клеток.
5. Ингибиторы переноса электронов в фотосинтетической электронтранспортной цепи хлоропластов DCMU и DNP-INT эффективно предотвращали CN–-индуцированную программируемую смерть устьичных клеток из листьев гороха на свету и лишь незначительно влияли на ПКС эпидермальных клеток, вызванную CN–. Это указывает на отсутствие взаимосвязи устьичных и эпидермальных клеток на уровне активных форм кислорода.
6. Хинакрин, ингибитор NADPH-оксидазы плазматической мембраны, предотвращал CN–-индуцированную программируемую смерть устьичных клеток, что может свидетельствовать об участии NADPH-оксидазы как источника АФК в их гибели. Однако хинакрин не влиял на CN–-индуцированную гибель эпидермальных клеток.
7. Таким образом, признаки программируемой клеточной смерти обнаруживаются как у растений, так и цианобактерий. Разрушение нуклеоида у бактерий и ядра у клеток эукариот, а также нарушение функции ФСII служат, по-видимому, свидетельством того, что первыми универсальными мишенями при ПКС являются энергообеспечение и наследственный аппарат клетки.
По материалам диссертации опубликованы следующие работы:
1. Самуилов В.Д., Тимофеев К.Н., Синицын С.В., Безряднов Д.В. (2004) Н2О2 Индуцируемое ингибирование фотосинтетического выделения О2 клетками Anabaena variabilis. Биохимия, 69, 926-33.
2. Синицын С.В., Несов А.В., Безряднов Д.В., Тимофеев К.Н., Федоренко Т.А., Самуилов В.Д. H2O2-Индуцированное ингибирование фотосинтетического выделения О2 клетками Anabaena variabilis. III съезд биофизиков России, 24-29 июня 2004 г., Воронеж, 2004, с. 456-457.
3. Киселевский Д.Б., Синицын С.В., Федоренко Т.А., Самуилов В.Д.
Мембранные Н2О2-каналы? Материалы VIII Молодежной конференции ботаников, Санкт-Петербург, 17-21 мая 2004 г., с. 126-127.
4. Несов А.В., Синицын С.В., Самуилов В.Д. Жизнеспособные, но не культивируемые формы бактерий у растений. Материалы VIII молодёжной конференции ботаников, Санкт-Петербург, 17-21 мая 2004 г., с. 131-132.
5. Синицын С.В. Участие активных форм кислорода в дифференцировке гетероцист Anabaena variabilis. Тезисы докладов XII Международной научной конференции студентов, аспирантов и молодых ученых «Ломоносов-2005», Москва, 2005, с. 196-197.
6. Синицын С.В., Киселевский Д.Б., Самуилов В.Д. Пероксид водорода усиливает программируемую клеточную смерть в листьях гороха. Тезисы международной конференции «Рецепция и внутриклеточная сигнализация», 6-9 июня 2005 г., Пущино, 2005, с. 384-386.
7. Самуилов В.Д., Киселевский Д.Б., Синицын С.В., Шестак А.А., Лагунова Е.М., Несов А.В. (2006) Н2О2 усиливает CN–-индуцированный апоптоз в листьях гороха. Биохимия, 71, 481-492.
8. Синицын С.В., Киселевский Д.Б., Лагунова Е.М., Самуилов В.Д. (2006) Разрушение нуклеоидов при солевой и окислительной обработках клеток Anabaena variabilis ATCC 29413. Международная научная конференция “Физиология микроорганизмов в природных и экспериментальных экосистемах” 16–19 мая 2006 г, Москва. Сборник тезисов, с. 64.
9. Kiselevsky D.B., Shestak A.A., Sinitsyn S.V., Nesov A.V., Samuilov V.D. (2006) Cyanide-induced apoptosis in pea leafs. 14th European Bioenergetics Conference EBEC, Moscow State University, Moscow, 22–27 July 2006.
Abstract
book, p. 499.