Механизм повышения холиночувствительности командных нейронов виноградной улитки на клеточном аналоге поведенческой сенситизации
На правах рукописи
АБРАМОВА Мария Сергеевна МЕХАНИЗМ ПОВЫШЕНИЯ ХОЛИНОЧУВСТВИТЕЛЬНОСТИ КОМАНДНЫХ НЕЙРОНОВ ВИНОГРАДНОЙ УЛИТКИ НА КЛЕТОЧНОМ АНАЛОГЕ ПОВЕДЕНЧЕСКОЙ СЕНСИТИЗАЦИИ 03.00.13 – Физиология
АВТОРЕФЕРАТ
диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук
Москва – 2007 2
Работа выполнена на кафедре высшей нервной деятельности Биологического факультета Московского государственного университета им. М.В. Ломоносова (заведующий кафедрой – профессор В.В. Шульговский) Научный руководитель доктор биологических наук Пивоваров Аркадий Саулович Официальные оппоненты доктор биологических наук Балезина Ольга Петровна доктор биологических наук Захаров Игорь Сергеевич Ведущая организация ГУНЦ неврологии РАМН
Защита состоится 22 октября 2007 года в 15:30 на заседании диссертационного совета Д 501.001.93 при Биологическом факультете МГУ им. М.В. Ломоносова по адресу: 119992, Москва, Ленинские Горы, МГУ, д.1. корпус 12, Биологический факультет, аудитория М-1.
С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Биологического факультета МГУ им. М.В. Ломоносова.
Автореферат разослан 21 сентября 2007 года.
Ученый секретарь диссертационного совета, доктор биологических наук Б.А. Умарова
ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ
Актуальность проблемы. Изучение клеточных процессов, лежащих в основе поведения, ведет к лучшему пониманию механизмов поведения, а также помогает продвинуть вперед решение фундаментальных проблем нейробиологии [Кэндел, 1980].
Поведенческая сенситизация является широко используемой простой формой обучения. Она проявляется как усиление рефлекторной реакции животного в ответ на тестирующий стимул в результате предшествующего предъявления другого более сильного или повреждающего раздражителя. По продолжительности сенситизацию делят на кратковременную (до 30-60 мин) и долговременную (более 24 часов) [Кэндел, 1980;
Ghirardi et al., 1995], иногда выделяют промежуточную форму (от 90 минут до 24 часов) [Montarolo et al., 1986;
Sutton et al., 2002;
Sutton et al., 2004].
На морском моллюске аплизии показаны вероятные внутриклеточные механизмы, участвующие в кратковременной и долговременной сенситизации [Bailey et al, 1996;
Roberts, Glanzman, 2003]. Однако, каскады реакций, обеспечивающие работу внутриклеточных механизмов сенситизации, изучены еще не полностью. Одни исследователи считают, что в основе сенситизации лежат пресинаптические механизмы [Bailey et al, 1996], другие полагают, что - постсинаптические [Roberts, Glanzman, 2003;
Glanzman, 2006]. Механизмы кратковременной и долговременной сенситизации активируются серотонином. При кратковременной сенситизации в постсинапсе серотонин вызывает каскад реакций, конечным звеном которых является встраивание дополнительных медиаторных АМРА рецепторов в постсинаптическую мембрану [Ezzeddine, Glanzman, 2003;
Li et al., 2005;
Glanzman, 2006]. При долговременной сенситизации в пресинаптическом окончании запускается каскад реакций, вызывающий активацию нескольких генов, включающих регуляторы транскрипции и, в конечном итоге, рост новых синаптических связей [Bailey et al, 1996].
На брюхоногом моллюске Helix lucorum были исследованы оригинальная форма кратковременной поведенческой сенситизации оборонительной реакции улитки в ответ на тактильную стимуляцию и ее клеточный аналог – потенциация холиночувствительности соматической мембраны командных нейронов [Пивоваров и др., 1999;
Абрамова и др., 2005]. На командных нейронах виноградной улитки была проведена идентификация внесинаптических рецепторов, чувствительных к ацетилхолину [Пивоваров, Дроздова, 1992]. Показано наличие холинорецепторов не только в несинаптических зонах мембраны [Пивоваров, Дроздова, 1992], но и в их субсинаптических областях [Палихова и др., 2006].
Потенциация холиночувствительности соматической мембраны командных нейронов оборонительного поведения на клеточном аналоге поведенческой сенситизации не является следствием изменения количества связывающих медиатор центров в холинорецепторах или соотношения никотиновых и мускариновых холинорецептрорв [Пивоваров, Дроздова, 2001б]. В механизме потенциации участвуют внутриклеточные ионы Са2+, и Na, К-насос [Пивоваров, Дроздова, 2001а, Пивоваров, Дроздова, 2002].
Введение нейротоксина, разрушающего серотонинергические терминали нейронов, существенно нарушает долговременную сенситизацию оборонительной реакции виноградной улитки [Балабан и др., 1986;
Балабан и др., 1992;
Гайнутдинов и др., 1999].
Можно предположить, что в механизме потенциации холиночувствительности соматической мембраны командных нейронов участвует серотонин.
Однако, остается открытым и требует дополнительных исследований вопрос о конечном звене механизма потенциации холиночувствительности соматической мембраны командных нейронов оборонительного поведения на клеточном аналоге поведенческой сенситизации.
Цели и задачи исследования. Целью работы являлось исследование механизма повышения холиночувствительности командных нейронов виноградной улитки на клеточном аналоге поведенческой сенситизации. В связи с этим были поставлены следующие задачи:
1. Выявление и исследование параметров сенситизации оборонительной реакции виноградной улитки.
2. Изучение роли гуморального фактора в потенциации холиночувствительности сомы командных нейронов на клеточном аналоге поведенческой сенситизации.
3. Исследование роли серотониновых рецепторов в поведенческой сенситизации и потенциации холиночувствительности сомы командных нейронов.
4. Исследование роли синтеза белка в поведенческой сенситизации и потенциации холиночувствительности сомы командных нейронов.
5. Изучение роли рециклирования холинорецепторов нейронов в потенциации холиночувствительности сомы командных нейронов.
6. Выявление гетеросинаптической потенциации холинергических возбуждающих постсинаптических ответов командных нейронов виноградной улитки.
Положения, выносимые на защиту.
1. В механизме кратковременной потенциации холиночувствительности внесинаптических зон мембраны обнаружено участие гуморального фактора, метаботропных метиотепин-чувствительных серотониновых рецепторов и рециклирование холинорецепторов.
2. Метиотепин-чувствительные серотониновые рецепторы командных нейронов участвуют в клеточном механизме поведенческой сенситизации.
3. Синтез белка не включен в механизм потенциации холиночувствительности и механизм кратковременной поведенческой сенситизации виноградной улитки.
Научная новизна. Впервые исследован клеточный механизм кратковременной потенциации холиночувствительности командных нейронов на клеточном аналоге поведенческой сенситизации оборонительной реакции виноградной улитки в ответ на тактильную стимуляцию. Впервые показано участие гуморального фактора в потенциации холиночувствительности. Обнаружено участие метиотепин-чувствительных серотониновых рецепторов в потенциации холиночувствительности и в механизме кратковременной поведенческой сенситизации виноградной улитки. Обнаружено, что рециклирование холинорецепторов вовлечено в механизм кратковременной потенциации холиночувствительности. Получены доказательства того, что синтез белка не включен в механизм потенциации холиночувствительности и механизм кратковременной поведенческой сенситизации виноградной улитки.
Научно-практическая ценность работы. Проведенное исследование имеет важное теоретическое значение. Полученные данные существенно дополняют современные представления о постсинаптическом механизме кратковременной поведенческой сенситизации. Эти сведения могут быть использованы при создании новых лекарственных средств, влияющих на обучение.
Апробация работы. Основные материалы диссертации были представлены на научной конференции «Фундаментальные и клинические аспекты интегративной деятельности мозга», посвященной 100-летию со дня рождения чл.-корр. АН СССР, академика АН АрмССР Э.А.Асратяна (Москва, 2003);
II East European Conference of the International Society for Invertebrate Neurobiology, Simpler Nervouus Systems (Калининград, 2003);
XIX Съезде Физиологического общества им. И.П. Павлова (Екатеринбург, 2004);
Всероссийской конференции «Механизмы синаптической передачи» (Москва, 2004);
I съезде физиологов СНГ (Сочи, Дагомыс, 2005);
Международном симпозиуме, посвященном 80-летию организации Института физиологии им. И.П.Павлова РАН (Санкт Петербург, 2005);
5th Forum of European Neuroscience (Вена, Австрия, 2006);
VIII East Conference of the International Society for Invertebrate Neurobiology, Simpler Nervous Systems (Казань, 2006);
ХХ съезде физиологического общества имени И.П. Павлова (Москва, 2007).
Публикации. По материалам диссертации опубликовано 16 научных работ, из них 5 статей и 11 тезисы докладов.
Структура и объем диссертации. Диссертационная работа состоит из введения, обзора литературы, методики, результатов исследования, их обсуждения, выводов, списка литературы и списка использованных сокращений. Работа изложена на 96 страницах, содержит 21 рисунок и 2 таблицы. Список цитируемой литературы включает 94 источника, из них 40 отечественных.
ОБЪЕКТ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ Эксперименты проведены на виноградных улитках (Helix lucorum), собранных в Крыму, в окрестностях г. Севастополя. Исследования включают поведенческую и электрофизиологическую части.
Поведенческая часть. В поведенческой части работы использовали оригинальную установку для бесконтактной регистрации интегральной оборонительной реакции улитки [Москвитин, Пивоваров, 2003]. Оборонительную реакцию животного (втягивание щупалец, головы и ноги в раковину) записывали в аналоговой форме на электронном потенциометре КСП-4.
Используемые реактивы. Физиологический раствор был использован в качестве растворителя для ряда блокаторов, поэтому, предварительно исследовали его влияние на изменение оборонительной реакции улитки после ритмического электрического раздражения кожи ноги. За 50 мин до начала эксперимента производили инъекцию 0.1 мл физиологического раствора (мМ): NaCl – 100;
КCl – 4;
CaCl2 – 10;
MgCl2 – 4;
трис-НСl – 10;
pH 7.5-7.7) в мантийную полость тела.
Для исследования участия обнаруженных ранее серотониновых рецепторов (5-НТ рецепторов), чувствительных к антагонистам метиотепину и NAN-190 [Пивоваров, Нистратова, 2003] в поведенческой сенситизации, мы использовали метиотепин, как более эффективный. Метиотепина малеат (Sigma) вводили в мантийную полость тела за 50 мин до начала серии (5 мг/кг) [Dringenberg et al., 2003;
Luscombe et al., 1993];
инъецировали 0.1 мл 2.8 мМ раствора метиотепина в физиологическом растворе.
Для исследования блокады белкового синтеза использовали анизомицин (блокатор белкового синтеза на уровне трансляции), который эффективно блокирует синтез белка в нейронах Helix pomatia [Ghirardi et al., 2004]. Анизомицин (Sigma) инъецировали в среднюю часть ноги в мантийную полость тела за 50 мин до начала серии (8 мг/кг);
инъецировали 0.1 мл 7.5 мМ раствора анизомицина в физиологическом растворе. Такая доза анизомицина, инъецируемого в мантийную полость виноградной улитки, приводит к блокаде синтеза белка [Никитин и др., 1994].
Сенситизирующее электрическое раздражение. Электрическое ритмическое раздражение наносили на кожу средней части ноги улитки. Раздражающие биполярные электроды сделаны из нихромовой проволоки диаметром 0.1 мм. Прямоугольные импульсы тока (амплитуда тока – 900 мкА, частота стимуляции – 2 имп/с, длительность стимуляции – 2 мин) подавали от электростимулятора ЭСЛ-2.
Во всех экспериментах поведенческой части тактильную стимуляцию (энергия 133-241 мкДж) наносили с одинаковым интервалом 10 мин. Контрольные серии исследование спонтанного изменения амплитуды оборонительной реакции улитки без электрической ритмической стимуляции кожи ноги улитки. Опытные серии исследование изменения оборонительной реакции улитки после ритмического электрического раздражения кожи ноги.
Амплитуду оборонительной реакции животного после ритмической электрической стимуляции кожи улитки нормировали в % относительно средней амплитуды трёх последних оборонительных реакций до ритмического раздражения, что снижало влияние спонтанных изменений величины оборонительной реакции в ходе эксперимента.
В контрольных экспериментах (без электрического ритмического раздражения) за 100 % принимали среднюю амплитуду трех последовательных оборонительных реакций соответствующих по времени оборонительным реакциям до ритмического раздражения в опытных сериях. Результаты получены на 95 животных.
Электрофизиологическая часть. Эксперименты проведены на идентифицированных командных нейронах ЛПа3, ППа2, ППа3 и ППа2 виноградной улитки Helix lucorum, на полуинтактном препарате «ЦНС-висцеральный мешок».
Указанные нейроны вовлечены в реализацию оборонительного поведения виноградной улитки [Максимова, Балабан, 1983]. Мембрана исследованных клеток содержит внесинаптические холинорецепторы [Пивоваров, Дроздова, 1992].
Полуинтактный препарат. Перед приготовлением полуинтактного препарата животное анестезировали охлаждением в смеси воды со льдом в течение 30 мин.
Нервное окологлоточное кольцо и связанный с ним интактными нервами (n. analis, n.
intestinalis, n. pallialis dexter, n. pallialis sinister) висцеральный мешок животного фиксировали стальными микроиглами к резиновым подложкам в соседних камерах, заполненных физиологическим раствором (мМ): NaCl – 100;
КCl – 4;
CaCl2 – 10;
MgCl – 4;
трис-НСl – 10;
pH 7.5-7.7, и соединенных друг с другом вазелиновым мостиком (1. х 5 мм). Нервное окологлоточное кольцо располагалось в проточной камере, объемом мл, а висцеральный мешок животного – в камере объемом 41 мл. После обработки ганглиев в ферменте (0.5%-ный раствор дигестазы /Seateс/, экспозиция от 20 до 60 мин при комнатной температуре) удаляли соединительнотканные оболочки, покрывающие ганглии.
Регистрация токов. Регистрировали трансмембранные токи нейронов, вызванные локальной аппликацией ацетилхолина (АХ-токи), суммарные возбуждающие постсинаптические токи (ВПСТ) в ответ на биполярное электрическое раздражение поверхности висцерального мешка, а также ВПСТ в ответ на биполярное раздражение интестинального нерва. Использовали методику двухэлектродной фиксации потенциала на мембране по схеме заземления объекта на «виртуальную землю». Применяли микроэлектродный усилитель MEZ-8201 (Nihon Kohden) и усилитель фиксации потенциала СEZ-1100 (Nihon Kohden). Стеклянные внутриклеточные микроэлектроды заполняли 2 М ацетатом калия (сопротивление 42.22±1.73 МОм). Регистрируемые токи записывали на персональный компьютер с помощью программы CONAN 3.0.
Аппликация ацетилхолина. Применяли локальную ионофоретическую аппликацию ацетилхолина из стеклянной микропипетки, подведенной к соме нейрона.
Микропипетки заполняли 1 М раствором АХ хлорида (Sigma). Сопротивление пипеток составляло 7-35 МОм. Для ионофореза использовали катионные токи (500-600 нА;
0.2 2.3 с, 1.05±0.10 с). Индифферентная пипетка в цепи микроионофореза была заполнена физиологическим раствором (сопротивление 10-25 МОм). Параметры ионофоретической аппликации в каждом эксперименте были постоянными.
ВПСТ вызывали прямоугольными импульсами тока от стимулятора ЭСЛ-2 через биполярные металлические электроды, изготовленные из нихромовой проволоки, диаметром 0.5 мм (сопротивление электродов 10 кОм, амплитуда тока 1 мА, длительность тока 100 мс).
Потенциирующая электрическая стимуляция. Изменения холиночувствительности сомы нейронов и амплитуды ВПСТ в ответ на биполярное электрическое раздражение поверхности висцерального мешка анализировали после электрического ритмического раздражения интестинального нерва (n. intestinalis) (амплитуда тока – 0.5 мкА;
частота стимуляции – 2 имп/с;
длительность стимуляции – мин). Прямоугольные импульсы тока подавали от электростимулятора ЭСЛ-2 через биполярные металлические электроды, сделанные из нихромовой проволоки диаметром 0.1 мм (сопротивление электродов 80 МОм). В качестве управляющего использовали электростимулятор 302-Т (WPI). Параметры электрического ритмического раздражения (частота и длительность стимуляции) в электрофизиологических экспериментах были такими же, как в поведенческой части работы. Степень постактивационного изменения амплитуды токов нейронов выявляли после раздражения (опыт) и без него (контроль).
Используемые реактивы. Для исследования участия обнаруженных ранее серотониновых рецепторов, чувствительных к антагонистам метиотепину и NAN- [Пивоваров, Нистратова, 2003] в потенциации холиночувствительности сомы командных нейронов, использовали метиотепин малеат (Sigma), как более эффективный блокатор [Пивоваров, Нистратова, 2003]. Этот антагонист добавляли с помощью микрошприца в камеру с препаратом за 40 минут до начала контрольной или опытной серии. Метиотепин применяли внеклеточно, добавляя его в раствор, окружающий препарат ганглиев (расчетная концентрация метиотепина в камере с препаратом составляла 30-50 мкМ). По данным литературы, эта концентрация результативно блокирует 5-НТ рецепторы [Granas, Larhammar, 1999;
Пивоваров, Нистратова, 2003;
McLoughlin, Strange, 2000].
Для блокады белкового синтеза использовали анизомицин (проникающий через клеточную мембрану блокатор белка на уровне трансляции) и сапорин (необратимый инактиватор рибосом). Анизомицин (Sigma) подводили внеклеточно, добавляя его в раствор, окружающий препарат ганглиев (расчетная концентрация анизомицина в камере с препаратом ганглиев 30-50 мкМ). Экспозиция блокатора составляла 60 мин. По данным литературы внеклеточная концентрация анизомицина, приводящая к блокаде синтеза белка, составляет 10-100 мкМ [Никитин, 1993;
Trudeau, Castellucci,1995;
Balaban et al., 2001;
Ghirardi et al., 2004].
Сапорин (Sigma) инъецировали внутриклеточно (90 мин до начала тестирования) методом спонтанной диффузии. Для этого внутриклеточный микроэлектрод, регистрирующий потенциал, заполняли сапорином (1 мкМ в 2 М ацетате калия). В экспериментальной нейрофизиологии применяют метод пассивной диффузии для соединений с целью их внутриклеточной инъекции в нейрон [Calabresi et al., 1994;
Mauelshagen et al., 1996;
Torocsik, Szeberenyi, 2000]. На нейронах морского моллюска аплизии показано, что используя такой метод, расчетная концентрация инъецируемого вещества в теле клетки после 60-минутной инъекции в 100 раз меньше, чем в инъекционном электроде [Trudeau, Castellucci, 1995]. Близкие величины сопротивлений инъекционных микроэлектродов, использованных нами и примененных в процитированной статье, а также большее время инъекции в наших экспериментах, позволяют предположить, что концентрация сапорина в теле командных нейронов виноградной улитки, была не менее 10 нМ. Из литературы известно, что концентрация сапорина, вызывающая блокирование рибосом и синтез белка, составляет 4-3000 нМ [Bolognesi et al.,1995].
Для исследования роли эндоцитоза холинорецепторов нейронов в потенциации холиночувствительности сомы командных нейронов использовали пептид, тормозящий динамин (dynamin inhibitory peptide /DIP/, встречается также под названием P4;
Tocris), конкурентный ингибитор клатрин-зависимого эндоцитоза, блокирующий связывание ГТФазы динамина с амфифузином. DIP (500 мкМ) растворяли в 2М ацетате калия, и нагружали нейроны методом пассивной диффузии в течение 60 мин до начала тестирования из внутриклеточного микроэлектрода, регистрирующего потенциал. DIP, инъецируемый в гиппокампальные нейроны методом пассивной диффузии, эффективно блокирует эндоцитоз в концентрации 50 мкМ во внутриклеточной пипетке [Kittler et al., 2000;
Wu et al., 2005;
Kittler et al., 2005]. Поскольку в этих работах сопротивление внутриклеточных электродов было в 10 раз меньше, чем сопротивление микроэлектродов в наших экспериментах, мы заполняли их DIP в концентрации 500 мкМ, что в 10 раз превышало концентрацию, использованную в процитированных работах.
Для исследования роли экзоцитоза холинорецепторов командных нейронов в потенциации холиночувствительности использовали ингибитор экзоцитоза Exo1 (2-(4 Fluorobenzoylamino)methylbenzoate;
Sigma). Exo1 (2 мМ) растворяли в 6 % диметилсульфоксиде (DMSO, Sigma) и 1 М ацетате калия. Нейроны нагружали Exo1 и DMSO (в контрольных экспериментах) методом пассивной диффузии в течение 80 мин до начала тестирования из внутриклеточного микроэлектрода, регистрирующего потенциал.
Расчетная внутриклеточная концентрация Exo1 в наших экспериментах (20 мкМ) эффективно блокирует экзоцитоз [Burgoyne et al., 1993;
Feng et al., 2003].
Для исследования участия микротрубочек цитоскелета в потенциации холиночувствительности командных нейронов использовали проникающий через мембрану колхицин (Sigma), который, связываясь с тубулином, препятствует его полимеризации и разрушает микротрубочки цитоскелета [Hastie, 1991;
Lux, Veselovsky, 1994;
Bai et al., 1996]. Колхицин применяли внеклеточно, добавляя его в раствор, окружающий препарат ганглиев (расчетная концентрация 100 мкМ, экспозиция 60 мин до начала тестирования). По данным литературы, колхицин в концентрации 100 мкМ разрушает микротрубочки цитоскелета [Yuen et al., 2005].
Для исследования холинергической природы интестинального нерва использовали антагонисты никтониновых (тубокурарин) и мускариновых (атропин) рецепторов.
Холиноблокаторы применяли внеклеточно, добавляя в раствор, окружающий препарат ганглиев (расчетная концентрация тубокурарина 50 мкМ, атропина – 50 мкМ). Через минут тестирования отмывали препарат физиологическим раствором. По данным литературы, тубокурарин и атропин в концентрации 50 мкМ эффективно блокируют никотиновые и мускариновые холинорецепторы [Палихова и др., 2006].
Регистрацию трансмембранных токов нейронов, вызванных локальной аппликацией ацетилхолина, проводили с межстимульным интервалом 10 мин.
Контрольные серии – исследование спонтанного изменения амплитуды АХ-тока без ритмического электрического раздражения n. intestinalis. Опытные серии - исследование изменения амплитуды АХ-тока нейронов после ритмического электрического раздражения n. intestinalis.
Амплитуду АХ-тока после ритмической электрической стимуляции интестинального нерва нормировали в % относительно последней амплитуды до ритмического раздражения. В контрольных экспериментах (без электрического ритмического раздражения) за 100 % принимали амплитуду АХ-тока соответсвующего по времени амплитуде АХ-тока до ритмического раздражения в опытных сериях.
Результаты с регистрацией АХ-токов получены на 193 нейронах (79 ЛПа3, ППа3, 10 ЛПа2, 4 ППа2) в 193 препаратах. Мембранный потенциал клеток составлял – 51.41±0.78 мВ, потенциал фиксации –75 мВ. Входное сопротивление нейронов 4.07±0. МОм.
Регистрации суммарных возбуждающих постсинаптических токов в ответ на биполярное электрическое раздражение поверхности висцерального мешка, проводили с межстимульным интервалом 10 мин. Контрольные серии – исследование спонтанного изменения амплитуды ВПСТ нейронов без ритмического электрического раздражения n.
intestinalis. Опытные серии - исследование изменения амплитуды ВПСТ нейронов после ритмического электрического раздражения n. intestinalis.
Амплитуду ВПСТ в ответ на биполярное электрическое раздражение поверхности висцерального мешка после ритмической электрической стимуляции интестинального нерва нормировали в % относительно последней амплитуды до ритмического раздражения. В контрольных экспериментах (без электрического ритмического раздражения) за 100 % принимали амплитуду ВПСТ, соответсвующую по времени амплитуде ВПСТ до ритмического раздражения в опытных сериях.
Результаты с регистрацией ВПСТ в ответ на биполярное электрическое раздражение поверхности висцерального мешка получены на 22 нейронах (8 ЛПа3, ППа3) в 22 препаратах. Мембранный потенциал клеток составлял –50.50±1.84 мВ, потенциал фиксации –75 мВ.
Исследовали изменение амплитуды ВПСТ нейронов в ответ на биполярное раздражение интестинального нерва до аппликации холиноблокаторов на фоне их действия и после отмыва препарата физиологическим раствором (межстимульный интервал 5 мин). За 100 % принимали амплитуду ВПСТ, зарегистрированного перед внеклеточной аппликацией антагонистов.
Результаты с регистрацией ВПСТ в ответ на раздражение интестинального нерва получены на 11 нейронах (5 ЛПа3, 6 ППа3) в 11 препаратах. Мембранный потенциал клеток составлял –43.80±2.46 мВ, потенциал фиксации –75 мВ.
Статистические методы. Для статистической обработки результатов электрофизиологических экспериментов применяли программы MS EXCEL, 2000;
STADIA 6.2. Вычисляли среднее арифметическое выборки и стандартную ошибку средней арифметической (STADIA 6.2). Предварительно все выборки проверяли на нормальность распределения. Если выборочное распределение отличалось от нормального хотя бы в одной из двух сравниваемых выборок, тогда для их сравнения использовали непараметрические критерии. При оценке влияния веществ на амплитуду АХ-тока использовали непараметрические критерии различия в сдвиге (положении):
статистика Вилкоксона и Ван дер Вардена (STADIA 6.2). При оценке влияния веществ на динамику изменения АХ-тока после электрического ритмического раздражения n.
intestinalis, применяли критерий Вилкоксона и критерий знаков для парных данных (STADIA 6.2).
РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ 1. Сенситизация оборонительной реакции виноградной улитки Ритмическая электрическая стимуляция кожи ноги улитки вызывает сенситизацию оборонительной реакции животного. Кривые изменения амплитуды оборонительной реакции без электрического ритмического раздражения кожи животного (n=12) и после него (n=10) достоверно отличались (р0.01, парный критерий Вилкоксона;
р0.05, критерий знаков). Это свидетельствует о наличии сенситизации оборонительной реакции виноградной улитки. Степень сенситизации оборонительной реакции составила 33.21±6.48 %, латентность – 10.04±3.20 мин, длительность - 31.00±4.33 мин.
Максимальная сенситизация оборонительной реакции была на 10-30 минутах после окончания раздражения (17.3±4.84 мин).
Мы сравнили динамику сенситизации оборонительной реакции улитки, описанную выше, с кривой потенциации АХ-тока в командных нейронах оборонительного поведения [Пивоваров и др., 1999]. Динамики сенситизации оборонительной реакции виноградной улитки и потенциации АХ-тока не различались (р0.05, парный критерий Вилкоксона;
р0.05, критерий знаков). Следовательно, возрастание холиночувствительности соматической мембраны командных нейронов оборонительного поведения виноградной улитки можно рассматривать как клеточный механизм сенситизации оборонительной реакции животного.
2. Роль гуморального фактора в потенциации холиночувствительности сомы командных нейронов на клеточном аналоге поведенческой сенситизации Мы предполагали, что в используемой нами модели обучения при ритмическом электрическом раздражении интестинального нерва, выделяется некий гуморальный фактор, вызывающий увеличение чувствительности сомы командных нейронов оборонительного поведения к ацетилхолину. Для проверки этой гипотезы было проведено исследование потенциации АХ-тока в протоке физиологического раствора через камеру с препаратом. Если изменение чувствительности командных нейронов вызывается факторами, выделяющимися в гемолимфу улитки, то проток должен изменить динамику потенциации.
Ритмическое электрическое раздражение в условиях протока физиологического раствора через камеру с препаратом ганглиев вызывало потенциацию АХ-тока нейронов.
Кривые изменения амплитуды без ритмического электрического раздражения (n=11) и после него (n=11) достоверно отличались (р0.01 парный критерий Вилкоксона;
р0. критерий знаков). Степень возрастания АХ-тока составила 8.63±4.75%, латентность потенциации – 13.20±3.27 мин, длительность – 40.1±6.63 мин.
Изучение потенциации АХ-тока командных нейронов ЛПа3 и ППа3 виноградной улитки в условиях остановленного протока физиологического раствора через камеру, в которой находится исследуемый нейрон, было проведено ранее [Пивоваров и др., 1999].
Контрольная серия спонтанного изменения АХ-тока командных нейронов ЛПа3 и ППа виноградной улитки в условиях остановленного протока физиологического раствора через камеру с препаратом ганглиев была взята из процитированной работы [Пивоваров и др., 1999] и дополнена результатами Нистратовой В.Л. (n=5).
Сравнение кривых потенциации амплитуды АХ-тока командных нейронов виноградной улитки в условиях остановленного протока физиологического раствора через камеру с препаратом ганглиев животного и в условиях протока физиологического раствора [Пивоваров и др., 1999] выявило различия: латентностей потенциации (р0.05, критерий Ван дер Вардена), латентностей максимумов потенциации (р0.01, критерий Вилкоксона;
р0.01, критерий Ван дер Вардена) и средних величин потенциации амплитуды АХ-тока командных нейронов (р0.05, критерий Вилкоксона).
Таким образом, полученные данные подтвердили предположение: более ранняя и короткая потенциация АХ-тока в условиях протока физиологического раствора через камеру с препаратом ганглиев свидетельствует об участии гуморального фактора в механизме повышения холиночувствительности соматической мембраны нейрона.
Изменение динамики потенциации АХ-тока, скорее всего, можно объяснить тем, что из-за протока физиологического раствора гуморальный фактор быстрее достигает своей мишени. В дальнейшем происходит вымывание протоком физиологического раствора через проточную камеру гуморального фактора, что укорачивает его время действия на соматические рецепторы и, таким образом, снижает латентность и степень потенциации АХ-тока.
3. Роль серотониновых рецепторов в поведенческой сенситизации и потенциации холиночувствительности сомы командных нейронов Тела командных нейронов виноградной улитки окружает сеть серотонинсодержащих волокон без специализированных синаптических мембран [Vehovszky et al., 1993], а стимулы вызывающие сенситизацию у морского моллюска аплизии, значительно (на 30%) увеличивают уровень серотонина в гемолимфе [Levenson et al., 1999]. Показано, что нервная система виноградной улитки содержит экстрасинаптические рецепторы серотонина расположенные в соматической мембране клетки [Kostyuk et al., 1992;
Пивоваров, Нистратова, 2003]. Исходя из этих данных мы предположили, что гуморальный фактор содержит серотонин. Если это так, то серотонин должен связываться с серотониновыми рецепторами, которые, в свою очередь, запускают каскад реакций, приводящий к увеличению амплитуды АХ-тока.
Для проверки описанного выше предположения, были проведены серии поведенческих и электрофизиологических экспериментов с использованием блокатора сертониновых рецепторов метиотепина.
3.1. Влияние физиологического раствора на сенситизацию оборонительной реакции виноградной улитки. В качестве контроля к опытам с инъекцией метиотепина проведена серия с инъекцией физиологического раствора. Физиологический раствор, введенный в среднюю часть ноги, в мантийную полость тела улитки, не повлиял на амплитуду оборонительной реакции (n=10, р0.05, критерий Вилкоксона;
р0.05, критерий Ван дер Вардена) по сравнению с контрольными экспериментами без инъекции (n=12).
Ритмическое электрическое раздражение кожи ноги после инъекции физиологического раствора вызывало возрастание оборонительного ответа улитки.
Величина оборонительной реакции после инъекции физиологического раствора составила 111.45±15.15%. Кривые изменения амплитуды оборонительной реакции без электрического ритмического раздражения кожи животного (n=10) и после него (n=10) достоверно отличались (р0.01, парный критерий Вилкоксона;
р0.05, критерий знаков).
Это свидетельствует о наличии сенситизации оборонительной реакции виноградной улитки. Степень сенситизации оборонительной реакции составила 32.34±9.41 %, латентность – 9.22±2.976 мин, длительность – 38.89±5.88 мин. Максимальная сенситизация оборонительной реакции была на 10-30 минутах после окончания раздражения (22.2±6.03 мин). Динамики сенситизации оборонительного рефлекса у интактных животных и после инъекции физиологического раствора были идентичны (р0.05, критерий Вилколксона, р0.05, критерий Ван дер Вардана).
3.2. Влияние метиотепина на сенситизацию оборонительной реакции виноградной улитки. Ритмическое электрическое раздражение средней части ноги улитки после инъекции антагониста серотониновых рецепторов метиотепина не вызывало сенситизацию оборонительной реакции улитки. Не выявлено различий между медианами выборок средних амплитуд оборонительных реакций в контроле (n=11) и эксперименте (n=11). Средняя разность амплитуд оборонительных реакций в экспериментах и контроле 1.43±8.37% (р0.05, парный критерий Вилкоксона;
р0.05, критерий знаков).
3.3. Влияние метиотепина на потенциацию АХ-тока. Ритмическое электрическое раздражение n. intestinalis на фоне действия антагониста 5-НТ-рецепторов метиотепина не вызывало возрастания АХ-тока нейронов. Не выявлено различий между медианами выборок средних амплитуд АХ-тока в контрольной (n=11) и экспериментальной (n=12) сериях. Средняя разность составила 5.84±1.89% (р0.05, парный критерий Вилкоксона;
р0.05, критерий знаков).
Так как инъекция метиотепина предотвращала сенситизацию, а присутствие метиотепина в камере с препаратом ганглиев вызвало полное подавление потенциации холиночувствительности сомы исследуемых нейронов, мы предполагаем, что метиотепин блокировал 5-НТ рецепторы, что препятствовало их активации гуморальным серотонином, выделяющимся при ритмической стимуляции.
Следуя нашей гипотезе, метиотепин-чувствительные серотониновые рецепторы запускают каскад реакций, вызывающих потенциацию АХ-тока. Но каким именно образом осуществляется это увеличение? Теоретически возможны два механизма:
1)встраивание в мембрану новых, синтезированных рецепторов, 2)рециклирование интернализованных холинорецепторов из резервного цитоплазматического пула.
Для проверки первого механизма использовали два ингибитора синтеза белка – анизомицин и сапорин.
4. Роль синтеза белка в поведенческой сенситизации и потенциации холиночувствительности сомы командных нейронов 4.1. Влияние анизомицина на сенситизацию оборонительной реакции виноградной улитки. Анизомицин не блокировал сенситизацию оборонительной реакции. Ритмическое электрическое раздражение средней части ноги после инъекции анизомицина вызывало сенситизацию оборонительной реакции улитки (контроль, n=13;
опыт, n=18;
p0.05, парный критерий Вилкоксона). Средняя разность амплитуд оборонительных реакций в опытных и контрольных экспериментах составляла 21.73±6.04%. Степени сенситизации оборонительной реакции после инъекции анизомицина и после инъекции физиологического раствора не различались (р0.05, критерий Вилкоксона;
р0.05, критерий знаков).
4.2. Влияние блокаторов синтеза белка - анизомицина и сапорина на потенциацию вызванного ацетилхолином входящего тока. Анизомицин не подавлял потенциацию АХ-тока, но изменял ее динамику (р0.05, парный критерий Вилкоксона), увеличивая ее латентность. Средняя разность медиан выборок средних амплитуд АХ-тока в контрольной (n=18) и экспериментальной (n=17) сериях составила 20.41±8.13%.
Сапорин, как и анизомицин, не подавлял потенциацию АХ-тока, но изменял ее динамику (р0.05, парный критерий Вилкоксона), увеличивая ее латентность. Медианы выборок средних амплитуд АХ-тока в контрольной (n=10) и экспериментальной (n=10) сериях достоверно отличались (p0.01, парный критерий Вилкоксона;
р0.05, критерий знаков). Средняя разность составила 15.50±2.92%.
Инъекция анизомицина не предотвращала сенситизацию оборонительной реакции улитки. Оба блокатора синтеза белка действовали на потенциацию холиночувствительности командных нейронов сходным образом – изменяли динамику потенциации АХ-тока, но не устраняли ее, можно предполагать, что в потенциации холиночувствительности соматической мембраны командных нейронов и сенситизации оборонительной реакции виноградной улитки синтез белка не участвует.
Последующие серии были направлены на проверку второго механизма о встраивании уже АХ рецепторов из цитоплазматического пула.
5. Роль рециклирования холинорецепторов в потенциации холиночувствительности сомы командных нейронов Для выявления роли рециклирования холинорецепторов в потенциации холиночувствительности командных нейронов были использованы Exo1 (ингибитор экзоцитоза), DIP (ингибитор эндоцитоза), а также проникающий через мембрану колхицин, который разрушает микротрубочки цитоскелета.
Eхо1 растворяли в DMSO, как уже было указано в разделе ОБЪЕКТ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ. Поэтому предварительно выяснили влияние этого растворителя на потенциацию АХ-тока. Внутриклеточное введение 6% DMSO не блокировало потенциацию холиночувствительности;
выявлено различие между медианами выборок средних амплитуд АХ-тока в контрольной (n=13) и экспериментальной (n=11) сериях (р0.05 парный критерий Вилкоксона).
Exo1 нарушал потенциацию холиночувствительности сомы нейронов. Не выявлено различий между медианами выборок средних амплитуд АХ-тока в контрольной (n=11) и экспериментальной (n=10) сериях (р0.05 парный критерий Вилкоксона;
р0.05 критерий знаков). Блокирующий эффект Exo1 свидетельствует, видимо, об участии в потенциации АХ-тока процесса рециклирования холинорецепторов путем их экзоцитоза.
DIP также нарушал потенциацию холиночувствительности сомы нейронов. Не выявлено различий между медианами выборок средних амплитуд АХ-тока в контрольной (n=14) и экспериментальной (n=14) сериях (р0.05 парный критерий Вилкоксона;
р0. критерий знаков). Блокирующий эффект DIP на потенциацию холиночувствительности нейронов можно объяснить тем, что после ингибирования им спонтанной интернализации холинорецепторов, протекающей с участием эндоцитоза, рециклирование холинорецепторов из обедненного пула интернализованных рецепторов ослабевало. Это могло быть причиной предотвращения потенциации АХ-тока ингибитором эндоцитоза.
Колхицин предотвращал потенциацию холиночувствительности сомы нейронов.
Не выявлено различий между медианами выборок средних амплитуд АХ-тока в контрольной (n=11) и экспериментальной (n=9) сериях (р0.05 парный критерий Вилкоксона;
р0.05 критерий знаков). Блокирование потенциации АХ-тока колхицином свидетельствует об участии микротрубочек в этом процессе.
Описанный механизм повышения холиночувствительности был показан на внесинаптических холинорецепторах сомы командных нейронов оборонительного поведения. Можно ли говорить, что те же процессы происходят и с субсинаптическими холинорецепторами? Вероятно, да. В пользу нашего предположения говорит то, что моносинаптические связи командного нейрона ЛПа3 от пресинаптических клеток ЛПа7 и ЛПа9 являются холинергическими, а их субсинаптическая мембрана Лпа3 содержит никотиновые и мускариновые холинорецепторы [Тер-Маркарян и др., 1990;
Палихова и др., 2006]. И, в таком случае, ортодромное ритмическое раздражение n. intestinalis (с теми же параметрами, как в случае индукции потенциации АХ-тока), должно вызывать потенциацию возбуждающих постсинаптических токов (ВПСТ) командных нейронов.
6. Гетеросинаптическая потенциация холинергических возбуждающих постсинаптических ответов командных нейронов виноградной улитки Ритмическое электрическое раздражение n. intestinalis вызывало потенциацию суммарного холинергического ВПСТ в ответ на раздражение висцерального мешка.
Кривые изменения амплитуды ВПСТ без ритмического раздражения интестинального нерва (контроль, n=9) и после его ритмического раздражения (опыт, n=13) отличались (р0.05, парный критерий Вилкоксона;
р0.05, критерий знаков). Степень возрастания ВПСТ составила 21.29±8.46 %, латентность максимума – 40 мин, длительность – 30 мин.
Кривая потенциации ВПСТ сходна с кривой потенциации АХ-тока [Пивоваров и др., 1999] по степени увеличения ответа, но несколько отличается по длительности и латентности максимумов. Латентность максимума потенциации ВПСТ превышает на мин латентность максимума потенциации АХ-тока. Длительность потенциации ВПСТ короче на 10 мин потенциации АХ-тока.
Отличие параметров потенциации ВПСТ и тока, вызванного локальной аппликацией АХ на сому нейрона, можно объяснить тем, что локальная аппликация ацетилхолина активирует только внесинаптические холинорецепторы на соме нейрона.
Стимуляция висцерального мешка вызывает активацию синаптических входов командных нейронов. При этом активируются пресинаптические терминали и постсинаптические медиаторные рецепторы. По данным литературы синаптические входы к командным нейронам являются как холинергическими [Палихова и др., 2006, Тер Маркарян и др., 1990], так и глутаматергическими [Bravarenko et al., 2003].
Мы полагаем, что в динамику потенциации ВПСТ, вызванной электрическим раздражением поверхности висцерального мешка, могут вносить определенный вклад пресинаптические механизмы, а также вероятная активация не только постсинаптических холинорецепторов, но также и постсинаптических глутаматных рецепторов [Bravarenko et al., 2003].
Суммарный висцеральный ВПСТ имеет ацетилхолиновую природу, и условия получения его потенциации полностью совпадают с условиями, вызывающими потенциацию АХ-тока. На основании этого можем заключить, что в этих процессах задействован общий постсинаптический механизм кратковременного повышения холиночувствительности в субсинаптических и несинаптических зонах мембраны командных нейронов оборонительного поведения виноградной улитки.
Таким образом, предполагается участие постсинаптического механизма в потенциации ответов командных нейронов на сенсорную стимуляцию.
7. Влияние антагонистов никотиновых и мускариновых холинорецепторов на ВПСТ командных нейронов в ответ на электрическое раздражение интестинального нерва Внеклеточная аппликация антагониста никотиновых холинорецепторов тубокурарина подавляла амплитуду суммарного ВПСТ. Амплитуда суммарного ВПСТ через 35 мин после аппликации блокатора составляла 45.20±19.09% (n=7;
p0.05, критерий Вилкоксона;
р0.01, критерий Ван-дер-Вардена). Отмыв препарата физиологическим раствором восстанавливал амплитуду ВПСТ за 10 мин на 32.1%.
Внеклеточная аппликация антагониста мускариновых холинорецепторов атропина подавляла амплитуду суммарного ВПСТ. Амплитуда суммарного ВПСТ через 35 мин после аппликации блокатора составляла 47.60±9.84% (n=7;
p0.01, критерий Вилкоксона;
р0.05, критерий Ван-дер-Вардена). Отмыв препарата физиологическим раствором восстанавливал амплитуду ВПСТ за 10 мин на 22%.
Эти результаты свидетельствуют о холинергической природе синаптического входа командных нейронов оборонительного поведения от интестинального нерва.
ЗАКЛЮЧЕНИЕ На основе полученных в настоящей работе результатов и имеющихся литературных данных, предполагаем один из возможных постсинаптических механизмов поведенческой сенситизации виноградной улитки (Рис.). Сенситизируещее воздействие индуцирует выброс гуморального фактора в гемолимфу и активирует ионотропные холинорецепторы. Гуморальный фактор содержит серотонин, который взаимодействует с метиотепин-чувствительными серотониновыми рецепторами на соме командных нейронов. Активация этих рецепторов и параллельно протекающая активация ионотропных холинорецепторов запускает каскад реакций, вызывающих усиление рециклирования интернализованных холинорецепторов и их встраивание в плазмалемму с участием микротрубочек. Встраивание резервных холинорецепторов в соматическую и постсинаптическую мембрану нейрона обеспечивает потенциацию холиночувствительности командных нейронов оборонительного поведения виноградной улитки и сенситизацию ее оборонительной реакции.
Рис. Схема предполагаемого постсинаптического механизма сенситизации оборонительной реакции виноградной улитки ВЫВОДЫ 1. Ритмическая электрическая стимуляция (2 Гц, 2 мин) ноги улитки и идентичная стимуляция интестинального нерва животного вызывают кратковременную сенситизацию оборонительной реакции и сходную по динамике кратковременную потенциацию входящего тока в ответ на локальное подведение ацетилхолина (АХ тока) командных нейронов. Обнаруженное возрастание холиночувствительности командных нейронов можно рассматривать как клеточный аналог сенситизации оборонительной реакции животного.
2. Проток физиологического раствора через камеру с препаратом ганглиев снижает латентный период и ослабляет потенциацию АХ-тока. Гуморальный фактор участвует в механизме обнаруженного возрастания холиночувствительности соматической мембраны командных нейронов.
3. Антагонист серотониновых рецепторов метиотепин нарушает сенситизацию оборонительной реакции улитки и потенциацию АХ-тока. Следовательно, метиотепин-чувствительные серотониновые рецепторы участвуют в клеточном механизме поведенческой сенситизации и потенциации холиночувствительности сомы.
4. Блокаторы синтеза белка не устраняют сенситизацию оборонительной реакции улитки и потенциацию АХ-тока. Синтез белка не включен в клеточный механизм поведенческой сенситизации и потенциации холиночувствительности сомы.
5. Ингибиторы экзоцитоза (Exo1) и эндоцитоза (пептидный ингибитор динамина) нарушают потенциацию АХ-тока. Кратковременная потенциация холиночувствительности внесинаптических зон мембраны командных нейронов развивается за счет усиления рециклирования интернализованных холинорецепторов и их дополнительного встраивания в плазмалемму нейрона.
6. Колхицин предотвращает потенциацию АХ-тока. Микротрубочки цитоскелета участвуют в механизме потенциации холиночувствительности сомы командных нейронов виноградной улитки.
7. Антагонисты никотиновых (тубокурарин) и мускариновых (атропин) холинорецепторов снижают амплитуду возбуждающего постсинаптического тока (ВПСТ) командных нейронов, вызванного электрическим раздражением интестинального нерва. Это свидетельствует о холинергической природе синаптического входа от интестинального нерва.
8. Ритмическое электрическое раздражение (2 Гц, 2 мин) интестинального нерва вызывает кратковременную гетеросинаптическую потенциацию холинергического ВПСТ командных нейронов. В потенциациях ВПСТ в ответ на раздражение висцерального мешка и АХ-тока участвует общий постсинаптический механизм повышения холиночувствительности субсинаптических и несинаптических зон мембраны командных нейронов.
СПИСОК РАБОТ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ Статьи:
1. Абрамова М.С., Дроздова Е.И., Нистратова В.Л., Пивоваров А.С. Зависимость посттетанической потенциации холиночувствительности нейронов виноградной улитки от гуморального фактора. Журн. высш. нервн. деят. 2003. 53(5): 533-536. (Neurosci. Behav.
Physiol. 2004. 34(9): 873-875.) 2. Абрамова М.С., Нистратова В.Л., Москвитин А.А., Пивоваров А.С. Метиотепин чувствительные серотониновые рецепторы вовлечены в постсинаптический механизм сенситизации оборонительной реакции виноградной улитки. Журн. высш. нервн. деят.
2005. 55(3): 385-392. [Neurosci. Behav. Physiol. 2006. 36(6): 589-596.] 3. Абрамова М.С., Москвитин А.А., Пивоваров А.С. Влияние ингибиторов синтеза белка на сенситизацию оборонительной реакции виноградной улитки и потенциацию холиночувствительности командных нейронов. Журн. высш. нервн. деят. 2006. 56(3): 355 362.
4. Абрамова М.С., Махновский Д.А., Пивоваров А.С. Роль рециклирования холинорецепторов в кратковременной потенциации холиночувствительности командных нейронов виноградной улитки // Бюл. эксперим. биол. мед. (в печати) 5. Абрамова М.С., Палихова Т.А., Пивоваров А.С. Гетеросинаптическая потенциация холинергических возбуждающих постсинаптических ответов командных нейронов виноградной улитки // Журн. высш. нервн. деят. 2007. 57(6) (в печати) Тезисы конференций:
1. Абрамова М.С., Дроздова Е.И., Нистратова В.Л., Пивоваров А.С. Гуморальный фактор в механизме посттетанического возрастания холиночувствительности командных нейронов оборонительного поведения виноградной улитки. Фундаментальные и клинические аспекты интегративной деятельности мозга. Материалы Международных чтений, посв.
100-летию со дня рождения чл.-корр. АН СССР, академика АН АрмССР Э.А.Асратяна.
Изд-во Макс-Пресс, 2003: 25-27.
2. Abramova Mariya S., Drozdova Elena I., Nistratova Viktoriya L., Pivovarov Arkady S. Humoral factor and posttetanic potentiation of cholinossensitivity in Helix neurones. II East European Conference of the International Society for Invertebrate Neurobiology. Abstracts. Simpler Nervouus Systems. Простые нервные системы. [September 12-16, Kaliningrad-Svetlogorsk Otradnoe, 2003]. 2003: 20.
3. Абрамова М.С., Нистратова В.Л., Дроздова Е.И., Пивоваров А.С. 5-НТ1 рецепторы в посттетанической потенциации холиночувствительности нейронов виноградной улитки // Рос. Физиол. Журн. им. И.М. Сеченова. XIX Съезд Физиол. общества им. И.П. Павлова.
Тезисы докл. Часть 1. 2004. Т. 90(8): 218.
4. Пивоваров А.С., Абрамова М.С., Нистратова В.Л., Москвитин А.А. Гуморальный серотонин в постсинаптическом механизме поведенческой сенситизации виноградной улитки. Всерос. конфер. «Механизмы синаптической передачи». Материалы конференции. М., Изд-во Икар, 2004: 71.
5. Пивоваров А.С., Абрамова М.С., Москвитин А.А. Постсинаптический механизм поведенческой сенситизации виноградной улитки // I съезд физиологов СНГ [19- сентября 2005 г., Сочи, Дагомыс]. Научные труды (под ред. Р.И.Сепиашвили). Москва:
Изд-во Медицина-Здоровье, 2005. 2: 44 ( № 122).
6. Абрамова М.С., Москвитин А.А., Пивоваров А.С. Независимость сенситизации оборонительной реакции виноградной улитки от синтеза белка. Механизмы адаптивного поведения: Международный симпозиум, посвященный 80-летию организации Института физиологии им. И.П.Павлова РАН [Санкт-Петербург, 7–9 декабря 2005 года]. Тезисы докладов. СПб.: Институт физиологии им. И.П.Павлова РАН, 2005: 1.
7. Pivovarov A. S., Abramova M. S., Moskvitin A. A. & Nistratova V. L. Methiothepin-sensitive sensitization of Helix escape reaction: postsynaptic mechanism. FENS Forum Abstracts. 2006.
3: A128.9.
8. Abramova M.S. Influence of inhibitors of protein synthesis on short-term Helix sensitization and its cellular analogue // FENS Forum Abstracts. 2006. 3: A128.1.
9. Abramova M.S., Moskvitin A.A, Pivovarov A.S. Effects of nhibitors of protein synthesis on short-term behavioral sensitization and potentiation of cholinosensitivity in Heix neuons. VIII East Conference of the International Society for Invertebrate Neurobiology. Simpler Nervous Systems. Program and Abstracts. [Kazan, September 13-17, 2006]. Казань: Изд-во ФизтехПресс КФТИ КазНЦ РАН, 2006: 121.
10. Palikhova T.A., Abramova M.S., Pivovarov A.S. Cholinergic sensory inputs to the parietal command neurns of the snail Helix lucorum. VIII East Conference of the International Society for Invertebrate Neurobiology. Simpler Nervous Systems. Program and Abstracts. [Kazan, September 13-17, 2006]. Казань: Изд-во ФизтехПресс КФТИ КазНЦ РАН, 2006: 58.
11. Абрамова М.С., Дроздова Е.И., Москвитин А.А., Нистратова В.Л., Палихова Т.А., Пивоваров А.С. Сенситизация оборонительной реакции виноградной улитки:
постсинаптический механизм. ХХ съезд физиологического общества имени И.П. Павлова [Москва, 4–8 июня 2007 года]. Тезисы докладов. Москва: РАН., Московская медицинская академия им. И.М. Сеченова, Физиологическое общество им. И.П. Павлова, 2007: 8.