Роль мембранного холестерина в регуляции механочувствительных ионных каналов и актинового цитоскелета
На правах рукописи
ЧУБИНСКИЙ-НАДЕЖДИН Владислав Игоревич РОЛЬ МЕМБРАННОГО ХОЛЕСТЕРИНА В РЕГУЛЯЦИИ МЕХАНОЧУВСТВИТЕЛЬНЫХ ИОННЫХ КАНАЛОВ И АКТИНОВОГО ЦИТОСКЕЛЕТА 03.03.04 – Клеточная биология, цитология, гистология
АВТОРЕФЕРАТ
диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук
САНКТ-ПЕТЕРБУРГ 2012 2
Работа выполнена в Федеральном государственном бюджетном учреждении науки Институт цитологии Российской академии наук
Научный консультант: доктор биологических наук Елена Алексеевна Морачевская Институт цитологии РАН, Санкт-Петербург
Официальные оппоненты: доктор биологических наук Сергей Михайлович Антонов Институт эволюционной физиологии и биохимии им. И.М. Сеченова РАН, Санкт-Петербург доктор биологических наук Ирина Акивовна Гамалей Институт цитологии РАН, Санкт-Петербург
Ведущая организация: Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт физиологии им. И.П.Павлова РАН, Санкт-Петербург
Защита состоится «14» декабря 2012 года в 12 часов на заседании Диссертационного совета Д 002.230.01 на базе Института цитологии РАН по адресу:
194064, Санкт-Петербург, Тихорецкий пр., д. Сайт института: www.cytspb.rssi.ru Адрес электронной почты института: [email protected] Факс института (812)297-03-
С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Института цитологии РАН Реферат разослан «_» ноября 2012 г.
Ученый секретарь Диссертационного совета, кандидат биологических наук Е.В.Каминская
ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ
Актуальность исследования Механозависимые процессы являются неотъемлемой составляющей жизнедеятельности клетки, как в норме, так и при различных патологиях. Изучение молекулярной природы механочувствительности занимает важное место в решении проблем современной клеточной биологии. В механотрансдукции ключевую роль играют ионные каналы плазматической мембраны, реагирующие на изменение ее механического статуса Такие каналы называют механоуправляемыми [1].
или механочувствительными, они чрезвычайно широко (mechanogated) распространены в живой природе и, в то же время, остаются наименее изученными.
Один из центральных вопросов регуляции механочувствительных каналов в клетках эукариот – исследование вклада липидного бислоя и актинового цитоскелета.
Анализ функциональных взаимосвязей ионных каналов с липидным окружением и структурами цитоскелета необходим для выяснения физиологических путей их активации в нативных клетках.
Холестерин (холестерол) — это один из основных липидных компонентов плазматической мембраны клеток млекопитающих. Известно, что динамические параметры липидного бислоя зависят от состава и концентрации стеролов [2, 3].
Традиционно присутствие стеролов в клеточных мембранах связывали, прежде всего, с их механическими свойствами. Однако за последние десятилетия возникло новое понимание роли липидов в жизнедеятельности клеток, сформировались новые концепции и гипотезы относительно организации клеточных мембран. Согласно современным представлениям, принципиальной особенностью их структурно функциональной организации является латеральная гетерогенность бислоя, зависящая, в первую очередь, от липидного состава. Уровень мембранного холестерина имеет определяющее значение для структуры и целостности липидных микродоменов (рафтов), участков, характеризующихся более плотной упаковкой, повышенным содержанием холестерина, сфинголипидов и насыщенных жирнокислотных остатков [4-6].
Высказываются многочисленные гипотезы о роли холестерина и рафтов в передаче сигнала с поверхности мембраны к внутриклеточным структурам и, в частности, в процессах реорганизации и динамики актинового цитоскелета.
Первоначально рафты рассматривались как некие «фокальные точки», обеспечивающие связь мембраны с кортикальными микрофиламентами [4, 7, 8].
При этом предполагалось, что деструкция рафтов при частичной экстракции холестерина (cholesterol depletion) приводит к разобщению плазматической мембраны и цитоскелета и сопровождается повышением ее деформируемости.
Однако, как показали дальнейшие исследования, в том числе анализ изменений механических свойств комплекса «мембрана–цитоскелет» при варьировании уровня стеролов [9-11], такая точка зрения является весьма упрощенной. Пока остаются открытыми вопросы о связи динамики липидных рафтов и примембранного актина.
Нарушения структуры рафтов, по-видимому, могут инициировать различные процессы реорганизации цитоскелета, включая сборку микрофиламентов [12].
Таким образом, до недавнего времени регуляторная роль холестерина в составе клеточных мембран оставалась недооцененной и неясной. В настоящее время проблемы участия холестерина и рафтов в процессах механотрансдукции в живых клетках приобретают особую актуальность и значимость. В мировой науке эта новая область молекулярной физиологии начинает интенсивно разрабатываться, поскольку представляет интерес с точки зрения как фундаментальных проблем клеточной сигнализации, так и новых направлений клеточной медицины. Ряд данных указывает на связь клеточной механотрансдукции и опухолевой Са2+-проницаемых трансформации а также на вероятную роль [13], механочувствительных каналов и липидных рафтов в сигнальных процессах, связанных с адгезией и миграцией клеток [14-15]. Все сказанное определило основные задачи данной работы, направленной на выявление функционального вклада мембранного холестерина в механозависимые реакции живой клетки.
Цели и задачи исследования Цель работы – выяснение роли мембранного холестерина и липидных микродоменов (рафтов) в регуляции механочувствительных ионных каналов и актинового цитоскелета.
В связи с этим были поставлены следующие экспериментальные задачи:
1. Сопоставить эффекты акцептора стеролов метил-бета-циклодекстрина и его структурного аналога альфа-циклодекстрина на характеристики механочувствительных каналов плазматической мембраны.
2. С помощью атомно-силовой микроскопии выявить влияние экстракции холестерина на механические свойства клеток.
3. Оценить изменения липидного бислоя и рафтов в плазматической мембране клеток с пониженным содержанием холестерина.
4. Выяснить, чем обусловлено подавление механозависимой активации каналов после экстракции мембранного холестерина.
5. Определить, как влияет снижение холестерина и разрушение липидных рафтов на организацию актинового цитоскелета.
Основные положения, выносимые на защиту Разрушение липидных микродоменов после экстракции мембранного 1.
холестерина приводит к повышению жесткости плазматической мембраны клеток лейкемии человека и ингибирует активацию механочувствительных каналов.
Разборка восстанавливает высокий уровень активности 2. F-актина механочувствительных каналов в клетках с пониженным содержанием холестерина.
Участие мембранного холестерина и рафтов в процессах клеточной 3.
механотрансдукции и регуляции ионных каналов опосредовано реорганизацией актинового цитоскелета.
Экстракция мембранного холестерина и разрушение липидных микродоменов 4.
может приводить как к сборке, так и к разборке актинового цитоскелета.
Направление перестроек системы микрофиламентов определяется степенью развития актиновых структур, а именно, соотношением глобулярной и фибриллярной форм актина в клетке.
Научная новизна работы Впервые получены данные о роли холестерина и липидных микродоменов в регуляции механочувствительных каналов и организации цитоскелета. Установлено, что частичная экстракция мембранного холестерина и разрушение рафтов приводит к подавлению механозависимой активации ионных токов. С помощью метода атомно-силовой микроскопии исследована зависимость механических свойств живых клеток от содержания холестерина. Впервые показано, что ингибирование механочувствительных каналов и повышение жесткости клеток после снижения уровня холестерина обусловлено реорганизацией актиновой сети, инициированной разрушением липидных микродоменов. Выявлено нарушение структуры рафтов при снижении уровня холестерина в различных типах клеток. Обнаружено, что влияние холестерина и рафтов на актиновый цитоскелет зависит от исходного состояния сети микрофиламентов. Впервые показано, что холестерин-зависимые перестройки цитоскелета определяются балансом глобулярного и фибриллярного актина в клетке. Результаты демонстрируют новую роль мембранного холестерина в регуляции ионных каналов и клеточной механотрансдукции.
Личный вклад автора Все экспериментальные процедуры и обработка результатов выполнены автором лично. Измерения жесткости клеток были проведены на атомно-силовом микроскопе NTegra Aura в Физико-техническом институте им. А.Ф. Иоффе РАН.
Материалы, вошедшие в представленную работу, обсуждались и публиковались совместно с соавторами и научным руководителем.
Теоретическое и практическое значение работы Полученные данные существенны для понимания роли холестерина и липидных рафтов в модуляции мембранных функций клеток. Выявление физиологических механизмов регуляции механочувствительных каналов важно для понимания феномена механотрансдукции на уровне клеток и тканей.
Фундаментальное значение имеет анализ взаимосвязей мембраны и цитоскелета как ключевого звена в передаче сигнала. Исследование действия модификаторов липидного состава, в том числе циклодекстринов, представляет интерес как для разработки новых препаратов противоопухолевой терапии, так и для анализа плейотропных эффектов статинов – веществ, широко используемых для коррекции липидного профиля. Результаты демонстрируют принципиальные различия клеточных и модельных мембран и ограничения в применимости последних при исследовании регуляции каналов и роли мембранных липидов. Данные могут быть использованы в курсах лекций по физиологии, биофизике и клеточной биологии.
Апробация работы. По теме диссертации опубликовано 10 печатных работ (3 статьи и 7 тезисов) в отечественных и зарубежных рецензируемых изданиях.
Материалы работы доложены и обсуждены на конференциях «Неделя науки СПбГПУ» (Санкт-Петербург, 2008, 2009), конференции Европейского общества молекулярной биологии (Сан-Фелю, 2010), конференции «Биология – наука XXI века» (Пущино, 2011), I Всероссийской конференции "Внутриклеточная сигнализация, транспорт, цитоскелет" (Санкт-Петербург, 2011), международном симпозиуме «Нобелевские каналы» (Наймеген, 2011), III Конференции молодых ученых ИНЦ РАН (Санкт-Петербург, 2012), III съезде Общества клеточной биологии (Санкт-Петербург, 2012), на семинарах ИНЦ РАН.
Объем и структура диссертации. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов исследования, изложения результатов, обсуждения, выводов и списка литературы, включающего ссылок. Диссертация изложена на страницах и иллюстрирована 1 таблицей и рисунками.
Работа выполнена при финансовой поддержке РФФИ (проекты 08-04-00574, 12-04 00622), Программы Президиума РАН «Молекулярная и клеточная биология», Правительства Санкт-Петербурга.
МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ Клеточные культуры. Клеточные линии получены из Российской коллекции клеточных культур (Институт цитологии РАН, Санкт-Петербург). Клетки миелоидной лейкемии человека К562 культивировали в среде RPMI-1640 с добавлением 10 % эмбриональной телячьей сыворотки и 80 мкг/мл гентамицина.
Перед началом экспериментов клетки высевали на покровные стекла, покрытые поли-L-лизином. Эмбриональные фибробласты мыши линий BALB/3T3, 3T3B SV40, клетки HEK293 культивировали на среде DMEM с добавлением 10 % сыворотки. Для снижения уровня мембранного холестерина использовали метил бета-циклодекстрин (МбЦД) – циклический олигосахарид, являющийся селективным акцептором стеролов. Для снижения содержания холестерина клетки инкубировали с МбЦД в среде без добавления сыворотки в течение 1 ч (37 °С, 5 % СО2).
Регистрация ионных токов. С помощью метода локальной фиксации потенциала (patch-clamp) регистрировали ионные токи через одиночные каналы в участке плазматической мембраны нативной клетки (вариант cell-attached) или в изолированном мембранном фрагменте (inside-out). Для исследования механозависимых токов использовали известный способ механической стимуляции участка клеточной мембраны, который состоял в натяжении мембраны посредством уменьшения гидростатического давления (P0, suction) в регистрирующей микропипетке. Пипетки изготавливали из боросиликатных стеклянных капилляров (BF-150-110-10, Sutter Instruments) на автоматической кузнице Flaming/Brown P-97.
С выхода патч-кламп усилителя HEKA EPC-8 сигналы записывали в реальном масштабе времени через 12-разрядный аналого-цифровой преобразователь (L-card, Москва) на диск компьютера для последующей обработки. На основании анализа записей токов при различных уровнях мембранного потенциала получали характеристики одиночных каналов, идентифицировали их по проводимости и селективности. Амплитуды токов, протекающих через одиночные каналы, определяли из амплитудных гистограмм или непосредственно из записей токов.
Уровень активности каналов оценивали по значению вероятности открытого состояния: Pо=I/Ni, где N – число элементарных уровней проводимости, I – средний ток для заданного временного интервала, i – амплитуда тока, протекающего через одиночный канал. Результаты представлены в виде среднее ± стандартное отклонение среднего (mean ± SEM). Для обработки результатов использовали программные пакеты Clampfit 9.2 и Microcal Origin.
Растворы. Перед началом экспериментов пипетки заполняли стандартным наружным раствором, содержащим (мМ): 145 NaCl, 2 CaCl2, 1 MgCl2, HEPES/TrisOH. В опытах cell-attached раствор в камере содержал (мМ): 145 KCl, CaCl2, 1 MgCl2, 10 HEPES/TrisOH. В конфигурации inside-out раствор в камере, контактирующий с внутриклеточной стороной мембранного фрагмента, содержал (мМ): 140 K-Aspartate, 5 NaCl, 2 EGTA, 1 MgCl2, 20 HEPES/TrisOH и соответствующее количество CaCl2 (0.176 мМ) для установления свободной концентрации ионов кальция на уровне 0.01 мкМ (pCa=8). pH всех растворов поддерживали на уровне 7.2-7.3.
Флуоресцентная микроскопия. Для визуализации актиновых структур цитоскелета применяли стандартные методики фиксации клеток и окрашивания F актина с помощью флуоресцентного красителя родамин-фаллоидина (Sigma-Aldrich, США). Клетки фиксировали 3.7 %-ным раствором параформальдегида (PFA, мин.) при комнатной температуре, обрабатывали 0.1 %-ным раствором Тритона Х 100 (8 мин) и окрашивали родамин-фаллоидином (2 мкМ, 15 мин., 37 °С). Для оценки состояния липидных микродоменов использовали конъюгат нетоксичной бета-субъединицы холерного токсина с FITC (FITC-CTB, Sigma-Aldrich, США).
Клетки фиксировали 3.7%-ным раствором PFA и инкубировали в присутствии FITC CTB (5 мкг/мл, 10 мин., 4 °С). Для получения изображений использовали флуоресцентный микроскоп «Carl Zeiss IM 35» (Carl Zeiss AG) и конфокальный микроскоп «Leica (Leica Возбуждение TCS SP5» Microsystems, GmBH).
флуоресценции производили светом с длинами волн 546 и 488 нм для родамин фаллоидина и соответственно. Для обработки изображений FITC-CTB, использовали программные пакеты Leica LAS AF, MaxIM DL и Image J.
Атомно-силовая микроскопия. Для оценки изменений жесткости клеточной мембраны в различных условиях использовали метод атомно-силовой микроскопии (АСМ). Метод АСМ позволяет с высокой точностью производить прямые измерения механической жесткости (модуля Юнга) живых клеток и тканей.
Использовали коммерчески доступные кантилеверы (NT-MDT, Зеленоград), на кончик которых крепили гранулу аморфного диоксида кремния (SiO2) известного диаметра (650 нм, Рис. 1А). Данная модификация позволяет существенно снизить повреждающее воздействие на клетку и проводить расчет механических параметров клеток (модуль Юнга) на основе модели Герца [17].
Рис. 1. (А) - Изображение кончика зонда с гранулой SiO2.Сканирующая электронная микроскопия. (Б) - Примеры силовых кривых F(z), полученных на подложке (калибровка) и на клетке. hi- величина индентации образца.
В контактном режиме производили касание зондом поверхности одиночной клетки и осуществляли индентацию (indentation, продавливание) клетки на заданную величину. При этом регистрировали силовые кривые, отражающие зависимость силы, действующей на зонд со стороны клетки, от глубины индентации (Рис. 1Б).
Зная радиус и форму индентора (сфера), рассчитывали модуль Юнга (Es) живых клеток согласно теории Герца: Es = 3·ks/(8·(R·hi)), где ks – локальная жесткость клетки, рассчитываемая из силовых кривых: ks=kc·S/(S0 -S), kc – жесткость кантилевера (kc= 0.787 Н/м), S и S0 – наклоны силовых кривых на клетке и на твердой подложке, соответственно. Для управления экспериментом и параметрами регистрации использовали программное обеспечение Nova. Анализ данных проводили в программном пакете Microcal Origin.
РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ 1. Участие мембранного холестерина в функционировании механочувствительных каналов Механозависимая активация ионных токов: анализ действия циклодекстринов. Для исследования роли холестерина в регуляции механочувствительных каналов была использована удобная экспериментальная модель – клетки миелоидной лейкемии человека линии К562. В этих клетках были идентифицированы механочувствительные (МЧ) стретч-активируемые (stretch activated) катионные каналы, типичные для клеток млекопитающих;
детально изучены их ионная селективность и проводящие свойства [18]. С помощью метода локальной фиксации потенциала регистрировали активность МЧ каналов в ответ на приложение «отрицательного давления» к участку клеточной мембраны (вариант cell-attached). В контроле уровень стимула, необходимый для активации МЧ каналов, составлял около 30-40 мм рт. ст. Среднее значение вероятности открытого состояния (Рo) составило 0.29 ± 0.04 (Рис. 2). Ранее было показано, что обработка клеток К562 акцептором стеролов метил-бета-циклодекстрином (МбЦД) приводила к ингибированию стретч-активируемых МЧ каналов в клетках К562 [11].
Обнаруженный эффект может быть обусловлен экстракцией мембранного холестерина и разрушением липидных микродоменов в клеточной мембране. Для проверки данной гипотезы в электрофизиологических экспериментах проведено сопоставление характеристик МЧ каналов в контроле, после действия МбЦД и после обработки клеток альфа-циклодекстрином – структурным аналогом МбЦД, не связывающим стеролы.
Для частичной экстракции мембранного холестерина клетки инкубировали в течение 1 ч в бессывороточной среде, содержащей 5 мМ МбЦД. Величина давления, необходимого для активации МЧ каналов в клетках, обработанных МбЦД, увеличилась в 1.5-2 раза по сравнению со значениями, наблюдаемыми в контрольных условиях (60-70 мм. рт. ст.). Вероятность открытого состояния каналов составляла 0.08 ± 0.03, что существенно ниже контрольных значений. После обработки клеток альфа-циклодекстрином (5 мМ, 1 ч), не приводящим к экстракции холестерина из мембраны, наблюдали активность МЧ ионных каналов, характеристики которых, включая порог активации и уровень Р o, близки к значениям, полученным в контрольных условиях (Рис. 2). Проводимость каналов после обработки циклодекстринами была близка к контролю и составляла около 17 пСм. Таким образом, результаты опытов с МбЦД и альфа-циклодекстрином свидетельствуют о том, что подавление активации каналов опосредовано именно экстракцией мембранного холестерина. Данные электрофизиологических экспериментов и анализ характеристик МЧ каналов свидетельствуют о вероятном изменении механических свойств клеток после снижения уровня холестерина.
Рис. 2. Влияние циклодекстринов на характеристики механочувствительных каналов. (А) - Записи механозависимых токов в варианте cell-attached при различных потенциалах на мембране. С - закрытое состояние каналов. (Б) - Вольт амперные характеристики каналов. Проводимость составляла около 17 пСм. (В) Минимальный уровень стимула и вероятность открытого состояния каналов.
Изменения жёсткости клеток после экстракции холестерина. Для оценки механических параметров клеток К562 были проведены эксперименты с использованием атомно-силовой микроскопии (АСМ). Регистрировали силовые кривые в контроле и после обработки МбЦД, производили их усреднение (Рис. 3А) и рассчитывали среднее значение модуля Юнга клеток в контроле и после снижения уровня мембранного холестерина. Расчет осуществляли для глубины индентации 200 нм.
Рис. 3. Повышение жесткости клеток К562 после экстракции холестерина. (А) – усредненные силовые кривые, построенные на основании нескольких экспериментов. (Б) – среднее значение модуля Юнга, рассчитанное по клеткам в контроле и после обработки МбЦД.
Результаты АСМ свидетельствовали о том, что частичная экстракция холестерина приводила к повышению жесткости клеточной мембраны примерно в 1.5 раза (Рис. 3Б). Однако, согласно модельным исследованиям, холестерин повышает жесткость мембран и снижает их деформируемость [2]. Таким образом, обнаруженные изменения механических параметров клеток не соответствуют зависимости физических свойств липидного бислоя от содержания стеролов. В то же время, механические свойства плазматической мембраны и клетки могут определяться также внутриклеточными структурами, в первую очередь актиновым цитоскелетом. Процессы реорганизации микрофиламентов могут опосредовать изменение клеточной механики и ингибирование механозависимых ионных токов.
Данный эффект может быть связан с разрушением липидных микродоменов в плазматической мембране.
Нарушение целостности липидных рафтов после частичной экстракции мембранного холестерина. Для визуализации состояния липидного бислоя мембраны и липидных рафтов в клетках К562 были проведены эксперименты с использованием конъюгата бета-субъединицы холерного токсина с флуоресцентным красителем (FITC-CTB). Известно, что бета-субъединица холерного токсина (CTB) селективно связывается с одним из маркерных компонентов рафтов ганглиозидом GM1. Обработка клеток МбЦД приводила к резкому уменьшению флуоресценции по сравнению с контролем (Рис. 4), в то время как альфа-циклодекстрин не влиял на интенсивность окрашивания GM1. Обнаруженный эффект снижения флуоресценции после действия МбЦД отражает нарушение структуры и разрушение липидных микродоменов в плазматической мембране. Бета-субъединица холерного токсина является пентамером, и для её присоединения необходимо присутствие пяти ко локализованных молекул GM1 [19]. Деструкция или модификация липидных микродоменов приводит к увеличению латеральной диффузии ганглиозида GM [20], что нарушает его ко-локализацию в мембране и препятствует связыванию CTB.
Это подтверждается сопоставлением изображений, полученных в фазовом контрасте, с флуоресценцией FITC-CTB.
Рис. 4. Визуализация липидных рафтов в мембране клеток К562.
Слева – изображения, полученные в проходящем свете (фазовый контраст). Справа – флуоресценция FITC CTB. (а, б) – контроль, (в, г) – альфа циклодекстрин, 5 мМ, (д, е) – МбЦД, 5 мМ.
Масштабная линейка мкм.
Выявление F-актина в клетках К562. В контроле в клетках К562 выявляются примембранные актиновые структуры, типичные для клеток миелоидного и лимфоидного ряда. Данные конфокальной микроскопии позволяют обнаружить, что снижение уровня холестерина и деструкция рафтов вызывают формирование актиновой сети в цитоплазме (Рис. 5). Можно полагать, что сборка актиновых филаментов после частичной экстракции холестерина и разрушения рафтов опосредует повышение жесткости плазматической мембраны и подавление активности МЧ каналов в клетках К562.
Рис. 5. Выявление F-актина в клетках К562 в контроле и после экстракции холестерина. Приведены оптические срезы (z-stack). Окраска родамин фаллоидином. Масштабная линейка 30 мкм.
Подавление активации механочувствительных каналов в клетках с пониженным содержанием холестерина опосредовано реорганизацией F актина. Для выяснения механизма ингибирования МЧ каналов в клетках после снижения уровня холестерина и проверки гипотезы о возможном участии актиновой сети были проведены электрофизиологические эксперименты с использованием деструкторов микрофиламентов цитохалазина Д и латрункулина Б.
Сопоставление результатов экспериментов показывает, что обработка клеток с пониженным уровнем холестерина цитохалазином или латрункулином привела к восстановлению высокого уровня активности МЧ каналов (Рис. 6). Параметры активации каналов (минимальный уровень стимула и Po) стали близки к значениям, полученным для клеток в контрольных экспериментах (Рис. 7).
Рис. 6. Активность механочувствительных каналов после снижения уровня холестерина (МбЦД) и действия цитохалазина Д (Цит Д) или латрункулина Б (Лат Б). Записи токов при различных значениях мембранного потенциала. С закрытое состояние каналов.
Таким образом, разрушение актинового цитоскелета “отменяет” действие экстракции мембранного холестерина на ионные каналы. Можно заключить, что перестройки F-актина, вызванные деструкцией липидных микродоменов после снижения уровня холестерина, приводят к повышению механической жесткости клеточной мембраны и ингибированию МЧ ионных каналов. Состояние актиновой сети влияет на воротные свойства МЧ каналов опосредованно, изменяя деформируемость клеточной мембраны. Выявленный механизм регуляции МЧ каналов принципиально отличает их от натриевых каналов, активность которых непосредственно управляется динамикой примембранного актина [21].
Рис. 7. Разрушение актинового цитоскелета восстанавливает высокий уровень активности МЧ каналов в клетках с пониженным содержанием холестерина.
Слева – типичные записи механозависимых токов. Справа – сопоставление параметров активации каналов.
Результаты исследований механочувствительных каналов в клетках лейкемии человека К562 и комплементарные данные флуоресцентной и атомно-силовой микроскопии позволяют полагать, что экстракция холестерина МбЦД приводит к сборке филаментов на базе имеющегося пула глобулярного актина. В экспериментах с использованием цитохалазина и латрункулина показано, что повышение жесткости клеток и изменения параметров активации каналов в клетках с пониженным содержанием холестерина обусловлены именно реорганизацией актиновой сети [22].
2. Анализ роли мембранного холестерина в организации актинового цитоскелета Известно, что липидные рафты играют ключевую роль во многих важнейших сигнальных процессах, включающих перестройки микрофиламентов. Однако в литературе существуют противоречивые данные об участии холестерина и липидных микродоменов в организации актинового цитоскелета. Сообщается, что экстракция холестерина может запускать как сборку филаментов, так и процессы деполимеризации актина [9, 12, 23]. В связи с этим возник вопрос о том, чем определяется вектор (сборка или разборка филаментов) холестерин-зависимых перестроек цитоскелета. Анализ данных литературы и результатов, полученных на клетках К562, позволяет сделать предположение о том, что направление перестроек актинового цитоскелета после снижения уровня мембранного холестерина может определяться исходным соотношением глобулярной и фибриллярной форм актина в клетках. Для выявления роли холестерина и липидных рафтов в процессах реорганизации актинового цитоскелета в качестве экспериментальной модели использовали линии клеток, характеризующиеся различной степенью развития актиновых структур. Это культивируемые фибробласты мыши линий BALB/3T3 и 3T3B-SV40, эмбриональные клетки почки человека линии HEK 293 и первичная культура фибробластов мыши (МЭФ).
Для визуализации состояния липидных микродоменов фибробласты окрашивали FITC-CTB и анализировали на конфокальном микроскопе. В контроле в мембране фибробластов выявлялись участки с интенсивной флуоресценцией, отражающие присутствие ко-локализованных молекул ганглиозида GM1 в составе липидных рафтов (Рис. 8А,В). Обработка клеток МбЦД приводила к резкому уменьшению интенсивности свечения, что отражает разрушение рафтов в нормальных и трансформированных клетках после экстракции холестерина (Рис.
8Б, Г). Наблюдаемые эффекты близки к обнаруженным ранее в клетках К562.
Рис. 8. Разрушение липидных микродоменов после экстракции холестерина в фибробластах BALB/3T3 (А, В) и 3T3B-SV40 (Б, Г). Окраска FITC-CTB (А, В) – контроль, (Б, Г) – Обработка мМ МбЦД. Конфокальная микроскопия. Параметры регистрации были установлены на постоянном уровне. Масштабная линейка 30 мкм.
В контроле нормальные фибробласты характеризуются хорошо развитыми актиновыми структурами в виде стресс-фибрилл (Рис. 9А). Частичная экстракция холестерина приводила к разборке F-актина и редукции стресс-фибрилл в фибробластах BALB/3T3 (Рис.9Б, В). Кроме того, после обработки МбЦД наблюдали существенные изменения формы и снижение распластанности клеток.
Рис. 9. Разборка актинового цитоскелета в клетках BALB/3T3 после частичной экстракции холестерина. (А) – Контроль. (Б, В) – после обработки 5мМ МбЦД ( мин). Окраска F-актина родамин-фаллоидином. Масштабная линейка 30 мкм.
В трансформированных клетках снижение содержания холестерина вызывало противоположные эффекты. В контроле трансформированные фибробласты 3T3B SV40 имели типичную округлую форму, низкое содержание фибриллярного актина, в них отсутствовали выраженные стресс-фибриллы (рис. 10 А). После инкубации клеток 3T3B-SV40 с МбЦД наблюдали интенсивное формирование стресс-фибрилл, ориентированных вдоль длинной оси клетки (рис. 10 А-В), клетки утрачивали характерные признаки трансформированного фенотипа. Аналогичные результаты были получены в экспериментах на клетках карциномы Нер-2 [24] и остеобластах MC3T3 [12].
Рис. 10. Формирование стресс-фибрилл в клетках 3T3B-SV40 после снижения уровня холестерина. (А) – Контроль. (Б, В) – после обработки 5мМ МбЦД ( мин). Окраска F-актина родамин-фаллоидином. Масштабная линейка 30 мкм.
Таким образом, снижение уровня мембранного холестерина и разрушение липидных микродоменов может приводить как к сборке, так и к разборке актинового цитоскелета. Влияние экстракции холестерина на систему микрофиламентов действительно зависит от исходного состояния цитоскелета и, вероятно, определяется соотношением глобулярной и фибриллярной форм актина. В клетках, обладающих выраженными стресс-фибриллами и развитой сетью микрофиламентов (фибробласты BALB/3T3 и МЭФ), экстракция холестерина вызывает разборку цитоскелета. Во всех клетках, характеризующихся слабым развитием актиновых структур и наличием значительного пула глобулярного актина (клетки HEK 293 и К562, фибробласты 3T3B-SV40, карцинома Нер-2), разрушение липидных рафтов, напротив, инициирует сборку актиновой сети и формирование стресс-фибрилл. Можно полагать, что перестройки цитоскелета, вызванные экстракцией мембранного холестерина, включают стадию декэпирования микрофиламентов и поэтому зависят от баланса G- и F-актина в клетке. Это соотношение и определяет направление обратимой реакции полимеризации деполимеризации на свободных концах актиновых нитей.
Имеющиеся данные свидетельствуют о том, что пусковым механизмом, инициирующим перестройки микрофиламентов, является именно нарушение структуры и целостности липидных микродоменов (рафтов) клеточной мембраны.
Возникает вопрос о том, каким образом реализуется обнаруженная функциональная связь организации мембраны и цитоскелета на молекулярном уровне, и каковы основные участники цепи передачи сигнала. Ранее показано, что экстракция холестерина может приводить к активации киназ семейства Src, типичных рафт ассоциированных белков [25]. В литературе обсуждается возможная роль Src-киназ, как ключевого сигнального звена в запуске перестроек цитоскелета, инициируемых деструкцией рафтов [12]. Имеются также данные о возможном участии фосфоинозитидов и G-белков [9, 26]. Мы проверили возможное участие Src-киназ в процессах реорганизации F-актина в экспериментах на трансформированных фибробластах 3T3B-SV40 с использованием селективного ингибитора киназ семейства Src (Src-I1, Sigma-Aldrich, США).
Рис. 11. Ингибирование киназ семейства Src не препятствует холестерин зависимой сборке стресс-фибрилл в фибробластах 3T3B-SV40. Окраска родамин фаллоидином. Масштабная линейка 30 мкм.
Как показали проведенные эксперименты, ингибирование Src киназ при действии Src-I1(10 мкМ) не препятствовало формированию стресс-фибрилл после экстракции мембранного холестерина (Рис. 11). Другими возможными участниками сигнального механизма, опосредующего реорганизацию цитоскелета после модификации липидного бислоя и рафтов, являются фосфоинозитиды. Известно, что фосфатидилинозитол-4,5-бифосфат (PIP2) и фосфатидилинозитол-4-монофосфат (PIP) вызывают быструю диссоциацию кэпирующего белка от актиновых филаментов [27]. Показано, что экстракция холестерина может модулировать распределение PIP2 в мембране и компартментализацию в рафтах [28]. Таким образом, процессы сборки или разборки актинового цитоскелета после частичной экстракции холестерина могут управляться фосфоинозитид-зависимыми механизмами, что согласуется с предположениями об определяющей роли баланса полимерного и мономерного актина в клетке. Весьма вероятно, что в основе обнаруженных эффектов могут лежать процессы декэпирования (uncapping) филаментов, что и определяет направление холестерин-зависимых перестроек актинового цитоскелета.
ВЫВОДЫ Частичная экстракция мембранного холестерина метил-бета 1.
циклодекстрином приводит к подавлению активности механочувствительных каналов в клетках миелоидной лейкемии человека К562. Альфа-циклодекстрин, структурный аналог, не связывающий стеролы, не влияет на параметры активации каналов.
Подавление механозависимой активации каналов обусловлено повышением 2.
жесткости плазматической мембраны после действия метил-бета-циклодекстрина.
Снижение содержания холестерина в клетках различных типов приводит к 3.
нарушению структуры липидных микродоменов (рафтов) в плазматической мембране.
Повышение жесткости мембраны и ингибирование механочувствительных 4.
каналов в клетках с пониженным уровнем холестерина опосредовано реорганизацией актинового цитоскелета, вызванной нарушением целостности липидных рафтов.
Снижение уровня мембранного холестерина и разрушение рафтов 5.
инициирует процессы реорганизации микрофиламентов. Перестройки цитоскелета, вызванные экстракцией холестерина, зависят от исходного баланса фибриллярного и глобулярного актина в клетках.
СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ 1) Т.Н. Ефремова, В.И. Чубинский-Надеждин, С.Ю. Хайтлина, Е.А. Морачевская.
Сборка актиновых филаментов в трансформированных клетках при действии мембранных модификаторов, связывающих холестерин. 2012. Цитология 54(6):
508-514.
2) V.I. Chubinskiy-Nadezhdin, Y.A. Negulyaev, E.A. Morachevskaya. Cholesterol depletion-induced inhibition of stretch-activated channels is mediated via actin rearrangement. 2011. Biochem. Biophys. Res. Commun. 412: 80-85.
3) А. В. Сударикова, В.И. Чубинский-Надеждин, Ю.А. Негуляев, Е.А.
Морачевская. Функциональные свойства натриевых каналов в клетках К562 после экстракции холестерина. 2009. Цитология. 51 (8): 676-683.
В.И. Чубинский-Надеждин, Е.А. Морачевская. Активация 4) механочувствительных ионных каналов клеток К562 в условиях экстракции мембранного холестерина. 2008. Сб. «XXXVI Неделя науки СПбГПУ», c. 207-209.
5) В.И. Чубинский-Надеждин, Е.А. Морачевская. Подавление активности механочувствительных каналов при экстракции холестерина опосредовано реорганизацией F-актина. 2008. Сб. «XXXVII Неделя науки СПбГПУ», c. 46-48.
6) Ефремова Т.Н., Чубинский-Надеждин В.И., Негуляев Ю.А., Хайтлина, С.Ю.
Морачевская Е.А. Влияние экстракции мембранного холестерина на характеристики механочувствительных каналов и актиновый цитоскелет. Сб. "Рецепция и внутриклеточная сигнализация", 2009, с. 42-45.
7) Чубинский-Надеждин В.И., Морачевская Е.А. Роль липидных рафтов и актинового цитоскелета в регуляции механочувствительных ионных каналов.
Сборник тезисов 15 Международной Пущинской школы-конференции “Биология-наука 21 века”, 2011, с.136.
8). В.И. Чубинский-Надеждин, Т.Н. Ефремова, Е.А. Морачевская.
Механозависимая активация катионных каналов в фибробластах Balb/3T3 и 3T3B SV40. Цитология. 2011, 53 (9): 719-720.
9) Vladislav I. Chubinskiy-Nadezhdin, Yuri A. Negulyaev, Elena A. Morachevskaya.
Suppression of stretch-activated channels in human myeloid leukaemia cells after cholesterol depletion is mediated by actin rearrangement. 2011: New Frontiers in Nobel Channels Symp. p.8.
10) В.И. Чубинский-Надеждин. Участие мембранного холестерина и рафтов в регуляции механочувствительных каналов и актинового цитоскелета. 2012.
Цитология 54 (4): 362–363.
СПИСОК ЦИТИРУЕМОЙ ЛИТЕРАТУРЫ:
1. Arnadottir J., Chalfie M. 2010. Annu. Rev. Biophys. 39: 111-137. 2. Ивков В. Г., Берестовский Т. Н. 1982. M. Наука: 224с. 3. Needham D., Nunn R.S. 1990. Biophys. J.
58: 997-1009. 4. Brown D. A. and London E. 2000. J. Biol. Chem. 275: 17221-17224. 5.
Pike L.J. 2009. J. Lipid Res. 50: 323-328. 6. Lingwood D., Simons K. 2010. Science 327:
46-50. 7. Nebl T. et al. 2002. J. Biol. Chem. 277: 43399-43409 8. Harder T., Simons K.
1999. Eur. J. Immunol. 29: 556-562. 9. Kwik J. et al. 2003. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 100: 13964-13969. 10. Byfield F.J. et. al. 2004. Biophys. J. 87: 3336-3343. 11.
Morachevskaya E.A. et. al. 2007. Cell Biol. Int. 31: 374-381. 12. Qi M. et al. 2009. J. Cell Biochem. 106: 1031-1040. 13. Suresh S. 2007, Acta Biomater. 1-53. 14. Maroto et al.
2012. Channels 6: 1-18. 15. Murai T. 2012, Int. J. Cell Biol. 2012: 763283-9 16.
Филатова Н. А. и др. 2010. Цитология. 52 (12): 983–989. 17. Няпшаев И.А. и др.
2012. ЖТФ 82(10): 109-117. 18. Staruschenko A.V., Vedernikova E.A. 2002. J. Physiol 541: 81-90. 19. Lencer W.I. and Tsai B. 2003. Trends Biochem. Sci. 28: 639-645. 20. Lai C.H. et al. 2008. Infect. Immun. 76: 3293-3303. 21. Сударикова и др. 2009. Цитология.
51 (8): 676-683 22. Chubinskiy-Nadezhdin V.I. et al. 2011. Biochem. Biophys. Res.
Commun. 412: 80–85. 23. Klausen T.K. et al. 2006. Am. J. Physiol. 291: 757-771. 24.
Ефремова Т.Н. и др. 2012. Цитология 54(6): 508-514. 25. Pike L. 2003. J. Lipid. Res.
44: 655-667. 26. Grimmer S. et al. 2002. J. Cell Sci. 115: 2953-2962. 27. Schafer D.A. et al. 1996. J. Cell Biol. 135(1): 169-79.28. Chichili G.R., Rodgers W.2009. Cell Mol. Life Sci. 66(14): 2319-28.