Расшифровка структур геномов как основа изучения особенностей метаболизма, путей эволюции и биоразнообразия архей
На правах рукописи
Марданов Андрей Владимирович Расшифровка структур геномов как основа изучения особенностей метаболизма, путей эволюции и биоразнообразия архей 03.01.03 – молекулярная биология
АВТОРЕФЕРАТ
диссертации на соискание ученой степени доктора биологических наук
Москва-2013
Работа выполнена в Лаборатории систем молекулярного клонирования Федерального государственного бюджетного учреждения науки Центра «Биоинженерия» Российской академии наук
Научный консультант:
доктор биологических наук Равин Николай Викторович
Официальные оппоненты:
Шестаков Сергей Васильевич, доктор биологических наук, профессор, академик РАН, Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего профессионального образования «Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова», Биологический факультет, главный научный сотрудник.
Дебабов Владимир Георгиевич, доктор биологических наук, профессор, член-корр.
РАН, академик РАСХН, Федеральное государственное унитарное предприятие научно-исследовательский институт генетики и селекции «Государственный промышленных микроорганизмов», научный руководитель.
доктор биологических наук, Федеральное Пименов Николай Викторович, государственное бюджетное учреждение науки Институт микробиологии им. С.Н.
Виноградского Российской академии наук, заместитель директора по научной работе.
Ведущая организация:
Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт молекулярной биологии им. В.А. Энгельгардта Российской академии наук
Защита диссертации состоится «18» апреля 2013 г. в 11 часов на заседании Совета Д 501.001.76 по защите докторских и кандидатских диссертаций при Федеральном государственном бюджетном образовательном учреждении высшего профессионального образования «Московский государственный университет имени М.В.Ломоносова» по адресу: 119234, Россия, Москва, Ленинские горы, МГУ, биологический факультет, ауд. 389.
С диссертацией можно ознакомиться в Научной библиотеке МГУ имени М.В.Ломоносова (Фундаментальная библиотека, Ломоносовский проспект, 27, отдел диссертаций).
Автореферат разослан «31» января 2013г.
Ученый секретарь диссертационного совета, кандидат биологических наук И.А. Крашенинников
ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ
Актуальность темы С момента описания Карлом Возе в качестве отдельного, наряду с бактериями и эукариотами, домена живых существ (Woese and Fox, 1977), археи стали одними из наиболее интересных объектов микробиологии, молекулярной биологии и биохимии.
Несмотря на большой интерес к археям, успехи в их изучении до середины 1990-х годов были весьма ограничены, что во многом было связано с сложностью культивирования большинства этих микроорганизмов и практически полным отсутствием генетических «инструментов» (генетическая трансформация, векторы для экспрессии, методы нокаута генов и др.), подобных давно разработанным для таких модельных объектов как Escherichia coli.
Успехи в развитии геномики вносят особенно заметный вклад в исследование архей. Благодаря прогрессу в разработке геномных технологий растет число полных геномных последовательностей, расширяются знания о биологии архей, их разнообразии и эволюции. Получены новые данные о ключевых генетических процессах у архей, таких как клеточное деление и репликация ДНК, о роли горизонтального переноса генов в эволюции, выявлены взаимосвязи между археями и эукариотами. Основные пути метаболизма у архей и соответствующие ферменты сходны с бактериальными, в то время как аппарат репликации и экспрессии генетической информации более близок к эукариотическому. Вследствие этого археи являются удобными модельными объектами для изучения молекулярных механизмов многих генетических процессов у эукариот.
Среди архей выделяют два основных филума (Woese et al., 1990), - Crenarchaeota (кренархеи) и Euryarchaeota (эуриархеи). Кренархеи и эуриархеи не только образуют отдельные филогенетические ветви, но и существенно отличаются в организации аппарата репликации и экспрессии генома, клеточного деления и многих других важнейших генетических процессов.
На момент начала данной работы, к 2008г. было определено всего около полных геномов архей, что более чем на порядок меньше, чем число расшифрованных бактериальных геномов. Большинство архей с известными полными геномами представляли всего несколько филогенетических групп, - метаногены, галофилы, термофильные археи порядка Thermococcales (эуриархеи) и кренархеи порядка Sulfolobales. Для большинства остальных групп, в первую очередь термофильных кренархей, геномные данные отсутствовали либо были доступны для одного-двух представителей, что существенно ограничивало знания о биологии этих организмов.
Таким образом, задача определения и анализа структур геномов архей, в первую очередь представляющих «новые» эволюционные ветви, является актуальной и представляет интерес для фундаментальных исследований в области молекулярной биологии и микробиологии. Не меньшее значение, в первую очередь для понимания молекулярных механизмов эволюции, имеет и сравнительный анализ геномов близкородственных организмов. Расшифровка геномов архей, обитающих в специфических экологических нишах, важна для выяснения соответствующих путей метаболизма и экологической роли этих микроорганизмов в природных сообществах.
Функциональная геномика архей, обитающих в экстремальных условиях среды, имеет и очевидное практическое значение, обусловленное биотехнологическим потенциалом этих микроорганизмов в качестве источников новых ферментов.
Цель и задачи исследования Целью настоящей работы является изучение особенностей метаболизма, путей эволюции и биоразнообразия термофильных архей на основе определения и анализа полных нуклеотидных последовательностей их геномов.
Конкретные задачи исследования состояли в следующем:
Определение полных нуклеотидных последовательностей геномов 1.
термофильных архей – объектов исследования.
Изучение особенностей структурной организации и функционирования 2.
геномов архей.
Анализ путей и механизмов эволюции архей на основе геномных данных.
3.
Анализ особенностей метаболизма архей.
4.
Идентификация и характеристика новых термостабильных ферментов, 5.
перспективных для использования в биотехнологии.
Определение структур микробных сообществ термальных источников с 6.
различными физико-химическими характеристиками, анализ экологической роли отдельных групп микроорганизмов.
Объектами исследования являлись новые виды термофильных архей из коллекции микроорганизмов, выделенных в лаборатории гипертермофильных микробных сообществ Института микробиологии им С.Н. Виноградского РАН. Две археи представляли новые филогенетические группы и (Acidolobus saccharovorans Fervidicoccus fontis), другие были выделены из ранее неисследованных экологических ниш и/или имели необычные возможности метаболизма (Desulfurococcus kamchatkensis, Thermococcus sibiricus, Vulcanisaeta moutnovskia, Thermoproteus uzoniensis, Pyrobaculum sp. 1860, Thermofilum carboxydotrophus, Thermogladius cellulolyticus).
Научная новизна работы Впервые определены полные структуры геномов 9 термофильных архей из различных филогенетических групп. Анализ геномов двух архей, Acidolobus и подтвердил, что эти микроорганизмы saccharovorans Fervidicoccus fontis, представляют два новых порядка кренархей (Acidilobales и Fervidicoccales), наряду с тремя ранее известными порядками (Desulfurococcales, Sulfolobales и Thermoproteales).
В результате анализа геномных данных охарактеризованы основные пути метаболизма исследуемых архей, механизмы их приобретения и потери на молекулярном уровне.
Впервые проведена глубокая количественная характеристика состава сообществ микроорганизмов термальных источников Камчатки с помощью высокопроизводительного пиросеквенирования фрагментов генов рРНК.
16S Полученные результаты значительно расширяют знания о разнообразии микроорганизмов термальных источников. Обнаружены ранее неизвестные группы архей. Определена зависимость состава и разнообразия микробных сообществ от температуры и рН, что дало новую информацию о распространении в природе и вероятной экологической роли отдельных групп архей.
Анализ геномов архей выявил ряд особенностей генетических процессов на молекулярном уровне. Обнаружено, что репликация хромосомы A. saccharovorans инициируется с двух ori - сайтов. Один из них расположен вблизи гена, кодирующего архейный инициаторный белок WhiP, гомолог эукариотического белка Cdt1. WhiP гены и ассоциированные с ними ori - сайты присутствуют в геномах Sulfolobales и некоторых представителей Desulfurococcales, но отсутствуют у наиболее эволюционно древней ветви кренархей Thermoproteales, а также у Fervidicoccales. Филогенетический анализ WhiP показал, что «второй» ori-сайт и whiP были приобретены на раннем этапе эволюции кренархей (и впоследствии утрачены в некоторых линиях), а не в результате интеграции вирусов и горизонтального переноса, как это предполагалось ранее.
Определение полных структур геномов стало основой работ по микробиологической и биохимической характеристике этих архей, изучению молекулярных механизмов генетических процессов, эволюции архей и структурно функциональному исследованию белков, представляющих интерес как для исследований в области эволюционной энзимологии, так и для решения биотехнологических задач.
Практическая ценность работы Практическая значимость работы обусловлена биотехнологическим потенциалом термостабильных ферментов и термофильных микроорганизмов. Термостабильные ферменты, продуцируемые гипертермофильными археями, широко используются в различных областях биотехнологии, что обусловлено их устойчивостью не только к высокой температуре, но и к другим экстремальным условиям (рН, высокие концентрации детергентов и растворителей и др.). Биотехнологически значимыми функциональными характеристиками обладают идентифицированные в этой работе термостабильные ферменты: алкогольдегидрогеназа из T. sibiricus, протеаза из D.
kamchatkensis, альдегиддегидрогеназа из Pyrobaculum sp. 1860, супероксиддисмутаза из A. saccharovorans, бета-галактозидаза из T. sibiricus, многофункциональная бета гликозидаза из A. saccharovorans, ДНК-лигазы из A. saccharovorans и T. sibiricus.
Выявленные термостабильные ферменты могут быть использованы для разработки новых биотехнологий для пищевой промышленности, переработки лигноцеллюлозного сырья, производства детергентов, органического синтеза.
В рамках выполнения данной работы были получены патенты на две термостабильные ДНК лигазы (Патенты РФ № 2405823 и № 2413767) и термостабильную алкогольдегидрогеназу из T. sibiricus (Патент РФ № 2413766).
Поданы две заявки на получение патентов на изобретения – термостабильные бета галактозидаза из T. sibiricus и бета-гликозидаза из A. saccharovorans.
Апробация работы. Результаты работы были представлены на следующих международных и российских конференциях: II международная конференция «BioMicroWorld2007» (Севилья, Испания, 2007), симпозиум «Метаболомика и биотехнология» (Майорка, Испания, 2008), международный симпозиум «BAGECO-10» (Упсала, Швеция, 2010), международный симпозиум «Биоразнообразие, молекулярная биология и биогеохимия термофилов» (Петропавловск-Камчатский, 2010), международная конференция «Extremophiles 2010» (Азорские острова, Португалия, 2010), I и II международные научно-практические конференции «Постгеномные методы анализа в биологии, лабораторной и клинической медицине» (Москва, 2010;
Новосибирск, 2011), международный симпозиум «BAGECO-11» (Корфу, Греция, 2011), 2-ая международная конференция «BGRS/SB’12» (Новосибирск, 2012), 3 Московская международная конференция «Молекулярная филогенетика MolPhy-3» (Москва, 2012), 14 международный симпозиум ISME14 (Копенгаген, Дания, 2012).
Публикации. По теме диссертации опубликовано 36 работ, в том числе 21 статья в научных журналах, 12 – в сборниках материалов научных конференций (тезисы сообщений и докладов). Получено 3 патента РФ на изобретения.
Объем и структура диссертации. Материалы диссертации изложены на страницах машинописного текста и включают 77 рисунков и 36 таблиц. Диссертация состоит из разделов: «Введение», «Цель и задачи исследования», «Обзор литературы», «Материалы и методы», «Результаты и обсуждение» в 6 тематических главах, публикаций по теме диссертации», и «Заключение», «Выводы», «Список «Цитированная литература», список которой содержит 5 отечественных и иностранных источников.
ОСНОВНОЕ СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ
Объектами исследования были новые виды термофильных архей из коллекции лаборатории гипертермофильных микробных сообществ ИНМИ РАН, для которых ранее не проводилось определение нуклеотидных последовательностей геномов.
Desulfurococcus kamchatkensis и Thermogladius cellulolyticus представляют порядок Desulfurococcales;
Vulcanisaeta moutnovskia, Thermoproteus uzoniensis, Pyrobaculum sp.
и порядок 1860 – Thermoproteales;
Thermofilum carboxydotrophus Acidolobus saccharovorans и Fervidicoccus fontis – два новых порядка филума Crenarchaeota. Еще одна архея, Thermococcus sibiricus, относится к филуму Euryarchaeota. Для определения полных структур геномов был использован метод высокопроизводительного пиросеквенирования.
1. Термоацидофильная архея Acidilobus saccharovorans – представитель новой филогенетической линии кренархей Архея Acidilobus saccharovorans 345-15Т была выделена из кислого горячего источника кальдеры вулкана Узон, Камчатка, Россия (Prokofeva et. al., 2009). Этот микроорганизм является облигатным анаэробом, термоацидофилом, растущим при pH 2,5-5,8 и температурах от 60 до 90оС. A. saccharovorans – органогетеротроф, способный утилизировать разнообразные углеводы и белковые субстраты (Prokofeva et. al., 2009).
Рост микроорганизма стимулируется добавлением S0 и тиосульфата, которые восстанавливаются до Геном является первым H2S. A. saccharovorans расшифрованным геномом облигатно анаэробной термоацидофильной археи.
Геном A. saccharovorans представляет собой кольцевую хромосому длиной 1.496.453 п.н. и не содержит внехромосомных элементов (Рис. 1). Геном содержит одну копию оперона 16S-23S рРНК, одну удаленно расположенную копию гена 5S рРНК и 45 генов тРНК. С помощью стандартных протоколов поиска генов было найдено потенциальных белок-кодирующих генов со средней длиной 902 нт, покрывающих 90. % генома. Функции 972 белков (65%) могут быть предсказаны с различной степенью достоверности и детализации в результате сравнения с базами данных. Функции остальных генов предсказать по аминокислотной последовательности соответствующих белков не представляется возможным, причем 246 генов являются уникальными для A. saccharovorans.
Из мобильных элементов в геноме была найдена одна копия транспозона семейства IS607, интегрированные архейные вирусы и плазмиды обнаружены не были.
Геном A. saccharovorans содержит пять кластеров коротких тандемных повторов (CRISPR), включающих 24, 10, 26, 42 и 8 повторяющихся спейсеров. Предполагается, что CRSIPR-локус участвует в системе защиты клетки, действующей по механизму, аналогичному РНК-интерференции эукариот, а спейсерные последовательности являются производными внехромосомных элементов, например вирусов. В подтверждение этой гипотезы мы обнаружили, что последовательность одного из спейсеров совпадает с последовательностью плазмиды pHVE14 из Sulfolobus islandicus.
Активностью CRISPR системы может объяснять отсутствие интегрированных вирусов и минимальное число мобильных элементов в геноме A. saccharovorans.
Рисунок 1. Карта генома A.
saccharovorans.
На двух внешних кругах отмечены гены, транскриби рующиеся по часовой стрелке и против часовой стрелки, соответственно. На двух внутренних кругах отмечены гены тРНК, рРНК и CRISPR локусы.
На Рис. 2 представлены данные о количестве белок-кодирующих генов A.
saccharovorans, гомологи которых присутствуют в геномах других архей. Полученные результаты показывают, что ближайшим родственником A. saccharovorans является кренархея Aeropyrum pernix, описанная как представитель порядка Desulfurococcales, около половины (~740) белков у них гомологичны. Значительно меньшее число «общих» белков A. saccharovorans имеет с другими представителями Desulfurococcales (478-586 белков) и Thermoproteales (491-624 белков). Особо стоит отметить то, что A.
saccharovorans имеет большее число «общих» белков с представителями Sulfolobales (661-687 белков). Причина такого сходства между протеомами A. saccharovorans и Sulfolobales, вероятно, связана с адаптацией этих организмов, способных расти на сложных белковых и полисахаридных субстратах, к термоацидофильным условиям и обусловлена событиями горизонтального переноса генов. Эту гипотезу подтверждает совместное обитание этих микроорганизмов в кислых горячих источниках и наличие у них похожих мобильных элементов.
Рисунок 2. Сравнения протеомов A. sacchrarovorans и других архей.
(A) Число белок-кодирующих генов A. sacchrarovorans имеющих гомологов в геномах других архей. Два гена считались гомологичными, если соответствующие белковые последовательности перекрывались на длине 70%, при этом E10-10. Обозначение: Aper, Aeropyrum pernix;
Dkam, - Desulfurococcus kamchatkensis;
Hbut, - Hyperthermus butylicus;
Ihos, Ignicoccus hospitalis;
Smar, - Staphylothermus marinus;
Ssol, - Sulfolobus solfataricus;
Sacid, Sulfolobus acidocaldarius;
Stok, - Sulfolobus tokodaii;
Msed, - Metallosphaera sedula;
Cmaq, Caldivirga maquilingensis;
Tpen, - Thermofilum pendens;
Pisl, - Pyrobaculum islandicum;
Tneut, Thermoproteus neutrophilus;
Ptor, - Picrophilus torridus;
Tacid, - Thermoplasma acidophilum;
Pfur, Pyrococcus furiosus;
Aful, - Archaeoglobus fulgidus.
(B) Распределение ближайших гомологов рибосомных белков, найденных с помощью BLASTP, между различными таксонами.
Для определения филогенетического положения Acidilobales мы провели таксономический анализ состава протеомы A. saccharovorans, определяя для каждого белка таксономическое положение его ближайшего гомолога в базе данных NCBI. Если предположить, что A. saccharovorans относится к Desulfurococcales, то большая часть его белков должна иметь наилучшие совпадения именно с белками архей порядка Desulfurococcales. Однако, мы установили, что около 40% белков A. saccharovorans имеют ближайшие гомологи среди белков A. pernix, а остальные наилучшие совпадения распределены между разными порядками кренархей, - Desulfurococcales (21%), Sulfolobales (15%) и Thermoproteales (13%). Также были построены филогенетические деревья, основанные на сравнении последовательностей 53 рибосомных белков A.
и других кренархей с известными полными геномными saccharovorans последовательностями Полученные результаты показывают, что (Рис. 3). A.
кластеризуется с и образует отдельную линию, saccharovorans A. pernix ответвляющуюся от Desulfurococcales вскоре после расхождения Desulfurococcales и Sulfolobales. В целом полученные данные полногеномного анализа свидетельствуют о близком родстве A. saccharovorans с A. pernix и поддерживают классификацию Acidilobales в качестве нового порядка кренархей.
Fervidicoccus fontis Kam940 Fervidicoccales Acidilobus saccharovorans 345- 85 Acidilobales Caldisphaera Aeropyrum pernix K Ignicoccus hospitalis KIN4/I Desulfurococcales Pyrolobus fumarii 1A Hyperthermus butylicus DSM Staphylothermus marinus F Thermogladius cellulolyticus. Thermosphaera aggregans DSM 100 Desulfurococcus kamchatkensis 1221n Sulfolobales Thermofilum carboxydotrophus Thermofilum pendens Hrk Vulcanisaeta distributa DSM 100 Vulcanisaeta moutnovskia 768- Thermoproteales Caldivirga maquilingensis IC- Thermoproteus tenax Kra Thermoproteus uzoniensis 768- Pyrobaculum calidifontis JCM Pyrobaculum aerophilum str. IM 100 Pyrobaculum sp. Thermococcus sibiricus MM 0. Рисунок 3. Филогенетическое дерево, построенное на основании контактенированных последовательностей 53 рибосомных белков, построенное методом Neighbour-joining.
Анализ распределения состава нуклеотидов в геноме A. saccharovorans показал наличие двух основных локальных минимумов на графике, демонстрирующем диспаритет содержания G и C (GC-skew) (Рис. 4В). Это указывает на возможное наличие в геноме двух сайтов инициации репликации (ori). В результате поиска консервативных последовательностей сайтов связывания инициаторных белков Orc1/Orb6 (ORB-мотивы), было найдено три копии вероятного ORB мотива в некодирующем участке между генами ASac_1056 и Asac_1057 (Рис. 4С).
Рисунок 4. Идентификация сайтов инициации репликации в геноме A. saccharovorans.
(А) Кратность прочтения нуклеотидных последовательностей генома A. saccharovorans.
(В) GC-skew анализ генома (показана кривая «кумулятивного» GC skew).
(С) Структура предсказанных oriC1 и oriC2 сайтов. Белые стрелки показывают положение ORB элементов, серые стрелки – укороченные ORB (mini-ORB), черная стрелка указывает положение мотивов UCM. A/T – A/T богатый регион в oriC1.
Экспериментальное подтверждение наличия и функционирования двух ori сайтов было получено при анализе распределения кратности прочтения нуклеотидной последовательности по длине генома. Препарат геномной ДНК A. saccharovorans для геномного секвенирования был выделен из растущей культуры, в которой происходит репликация ДНК. Поэтому участки, прилегающие к ori-сайтам, должны быть представлены в большем числе копий, чем прилегающие к сайтам терминации.
Поскольку при секвенировании генома фрагменты «выбираются» из геномной ДНК случайным образом, прилегающие к ori-сайтам районы должны быть прочтены большее число раз. График, иллюстрирующий распределение кратности прочтения по длине генома (Рис. 4А) действительно имеет два основных максимума, положения которых точно совпадают с минимумами кривой GC skew и положением консервативных мотивов архейных ori-сайтов. Таким образом, можно сделать вывод о том, что репликация хромосомы A. saccharovorans инициируется с двух ori-сайтов и является двунаправленной.
В результате анализа генома были выявлены гены, кодирующие ферменты, обеспечивающие возможность роста A. saccharovorans на различных субстратах. Рост A. saccharovorans на белках и пептидах обеспечивается несколькими внеклеточными ферментами, среди которых обнаружены сериновые и термопсин-подобные протеазы, а также различные пептидазы. Дальнейшее расщепление импортированных в клетку пептидов обеспечивается внутриклеточными протеолитическими ферментами.
Образуемые аминокислоты в дальнейшем могут быть деаминированы набором аминотрансфераз, действующих совместно с глутамат-дегидрогеназой, и в дальнейшем могут быть окислены с образованием соответствующих производных СоА. Образуемые ацил-СоА производные в дальнейшем могут служить субстратом для ацетил-СоА синтазы (ACS) или сукцинил-СоА синтазы (SCS), в результате чего образуется соответствующая кислота и синтезируется АТФ.
Геномные данные также указывают на возможность роста A. saccharovorans на триглицеридах и жирных кислотах, поскольку в геноме имеется 14 генов внеклеточных эстераз, а также полный набор ферментов пути -окисления жирных кислот.
Наличие генов кодирующих различные ферменты гидролиза поли- и олигосахаридов, в том числе секретируемых из клетки, коррелирует со способностью A. saccharovorans расти на крахмале, мальтозе, целлобиозе, ксилане и сахарозе.
Некоторые гены, кодирующие гликолитические ферменты, были клонированы, экспрессированы в E. сoli, а их продукты функционально охарактеризованы. Одним из наиболее интересных ферментов является ASAC_1390, относящийся к семейству GH гликозил-гидролаз. Рекомбинантный фермент активен в диапазоне значений pH от 4. до 7.0 при температурах 80-100оС (оптимум при 93оС) и обладает высокой термостабильностью, - при прогревании фермента при 90оС в течении 4 часов, активность снижается всего на 30%. ASAC_1390 является многофункциональным ферментом и обладает активностями бета-гликозидазы, бета-галактозидазы, бета ксилозидазы и бета-маннозидазы. Активность фермента в оптимальных условиях составляла 550 ед/мг, - одна из самых высоких для известных термостабильных бета гликозидаз. Вероятно, именно ASAC_1390 может обеспечивать способность A.
saccharovorans расти на целлобиозе, лактозе и некоторых других сахарах.
Мономерные сахара и низкомолекулярные олигосахарды импортируются в клетку двумя первичными системами транспортеров ABC-типа, а также более чем двадцатью вторичными транспортными системами. Большая доля вторичных транспортеров по сравнению с первичными может указывать на то, что высокая концентрация протонов в окружающей среде в значительной степени используется A. saccharovorans для процессов транспорта. В отличие от большинства известных архей A. saccharovorans обладает ферментами сразу двух путей метаболизма глюкозы - Эмбдена-Мейергофа и Энтнера-Дудорова. Образуемый пируват может окисляться пируват:ферредоксин оксидоредуктазой до ацетил-СоА, а затем ацетил-СоА синтаза обеспечивает образование ацетата и синтез АТФ.
может запасать энергию в процессах субстратного A. saccharovorans фосфорилирования, в которых при окислении одной молекулы глюкозы до ацетата образуется две молекулы АТФ, а при окислении одной молекулы аминокислоты – одна молекула АТФ. Кроме того, A. saccharovorans может запасать энергию в процессах анаэробного дыхания (окислительного фосфорилирования), при котором происходит восстановление S0 и перенос протонов мембран-связанными комплексами. В результате переноса протонов через мембрану формируется протонный градиент, которые используется АТФазой для синтеза АТФ. В геноме A. saccharovorans кодируется одна A1Ao АТФ синтаза, состоящая из 9 субъединиц.
У А. saccharovorans при росте в присутствии серы в качестве акцептора электронов может функционировать разветвленная дыхательная цепь. В геноме A.
содержатся гены, кодирующие полный набор ферментов saccharovorans окислительного цикла трикарбоновых кислот (ТСА), в котором ацетил-СоА окисляется в присутствии S0 или тиосульфата. В присутствии S0 восстановленный ферредоксин и NAD(P)H могут быть окислены совместным действием мембран-связанных белковых комплексов и цитоплазматических белков, в результате чего формируется трансмембранный протонный градиент. Геномный анализ выявил мембран-связанный белковый комплекс (ASAC_0373 – ASAC_0383), который имеет сходство с бактериальной NADH:хинон оксидоредуктазой (дыхательный комплекс I) и может осуществлять перенос протонов. У А. saccharovorans этот комплекс является протон переносящей ферредоксин:NADP оксидоредуктазой (FNOR), получающей электроны от восстановленного ферредоксина и переносящий их на NADP+;
при этом формируется трансмембранный протонный градиент. Образовавшийся NAD(P)H окисляется NAD(P)H:S0 оксидоредуктазой (NSR) с образованием H2S или участвует в других процессах, связанных с повторным окислением NAD(P)H. FNOR может также переносить электроны на хиноны дыхательной цепи и далее на мембран-связанные редуктазы. Помимо FNOR комплекса, дыхательная цепь А. saccharovorans включает сукцинат:хинон оксидоредуктазу (SQOR;
ASAC_1440 – ASAC_1443, дыхательный комплекс который представляет собой мембран-связанный компонент II), S окислительного ТСА. Вторым возможным сайтом восстановления в А.
является мембран-связанный серо-редуктазный комплекс (SR, saccharovorans ASAC_1394-ASAC_1397), который может функционировать как конечная оксидаза при S0-зависимом дыхании.
Таким образом, при росте в присутствии серы в качестве акцептора электронов, во-первых, электроны от восстановленного ферредоксина могут быть использованы комплексами FNOR и NSR. В результате их функционирования восстанавливается сера и образуется трансмембранный протонный градиент. Во-вторых, часть электронов от FNOR и SQOR может быть перенесена на хиноны. Их окисление с помощью SR, связанное с формированием трансмембранного протонного градиента, является вторым сайтом восстановления серы.
При росте микроорганизма в среде, не содержащей серы, цикл трикарбоновых кислот не функционирует и дыхательная цепь, включающая SQOR комплекс, хиноны и SR, не работает. Однако трансмембранный градиент протонов все же может быть образован при окислении восстановленного ферредоксина FNOR комплексом, функционирование которого требует повторного окисления NAD(P)H. У многих архей эта задача решается с помощью гидрогеназы (протоны используются как акцепторы электронов), однако в геноме A. saccharovorans гены гидрогеназы отсутствуют, и водород во время роста не образуется (Prokofeva et al. 2009). Однако, регенерация NADP+ может осуществляться в реакциях, приводящих к образованию других восстановленных продуктов брожения (например аланина, этанола, лактата и формиата). Дополнительно протонный градиент в отсутствии серы может создавать Н+ транспортирующая мембранная пирофосфатаза. Реконструкция метаболизма A.
saccharovorans на основе геномных данных представлена на Рис. 5.
A. saccharovorans является строгим анаэробом, однако, в естественных условиях наземных горячих источников он может периодически подвергаться воздействию кислорода при попадании в аэробную зону. Геном A. saccharovorans кодирует различные системы защиты клетки от повреждения кислородом. Ключевым ферментом, обеспечивающим защиту от окислительного стресса является супероксиддисмутаза (СОД), которая превращает свободные радикалы кислорода в Рисунок 5. Основные пути метаболизма у A. saccharovorans.
Жирным шрифтом отмечены используемые субстраты, ферменты и белки отмечены синим, высокоэнергетические интермедиаты (АТФ и др.) отмечены красным.
(А) – утилизация углеводов, (В) – утилизация белков, (С) – гликолиз (Э-М и Э-Д пути), (D) – метаболизм пирувата, (Е) синтез пентозо-фосфатов, (F) – цикл -окисления жирных кислот, (G) формирование протонного градиента с образованием АТФ, TCA – цикл трикарбоновых кислот.
Обозначения: POR, пируват:ферредоксин оксидоредуктаза;
VOR, 2-кетоизовалерат:
ферредоксин оксидоредуктаза;
IOR, индол-пируват: ферредоксин оксидоредуктаза;
KGOR, 2 кетоглутарат: ферредоксин оксидоредуктаза;
ACS, ацетил коэнзим А синтетаза;
SCS, сукцинил коэнзим А синтетаза;
AOR, альдегид: ферредоксин оксидоредуктаза;
HK, гексокиназа;
PGI, фосфоглюко-изомераза;
PFK, фосфофруктокиназа;
FBA, фруктозо-1,6-бифосфат альдолаза;
GAPOR, глицеральдегид-3-фосфат ферредоксин оксидоредуктаза;
GAPN, нефосфорилирующая глицеральдегид-3-фосфат дегидрогеназа;
PGM, фосфоглицерат мутаза;
PYK, пируват киназа;
PPDK, пируват фосфат дикиназа;
GDH, глюкоз-дегидрогеназа;
GAD, глюконат дегидратаза;
KDGK, 2-кето-3-дезокси-глюконат киназа;
KD(P)GA, 2-кето-3-дезокси-(6-фосфо)глюконат альдолаза;
GK, глицерат киназа;
PHI, 6-фосфо-3-гексулоизомераза;
HPS, 3-гексулоз-6-фосфат синтаза;
RPI, рибозо-5-фосфат изомераза;
PPS, фосфорибозил пирофосфат синтаза;
FOR, формальдегид: ферредоксин оксидоредуктаза;
PEP, фосфоэноилпируват;
Fd(ox), окисленный ферредоксин;
Fd(red), восстановленный ферредоксин;
FNOR, ферредоксин:NAD(P)+ оксидо редуктазный комплекс;
NSR, NAD(P)H:S0 оксидоредуктаза;
PP, H+-пирофосфатаза;
SQOR, сукцинат: хинон оксидоредуктазный комплекс;
SR, сероредуктаза;
Etf, электрон переносящий флавопротеин, Etf-QOR, электрон переносящий флавопротеин:хинон оксидоредуктаза;
CoASH, коэнзим А;
FadD, ацил-КоА лигаза;
FadE, ацил-КоА дегидрогеназа;
Fad, эноил-СоА гидратаза;
Hbd, 3-гидроксил-КоА дегидрогеназа;
FadA/AcaB, 3-кетоацил-КоА тиолаза.
перекись водорода и кислород. СОД кодируется геном Asac_0498, который был нами клонирован и экспрессирован в E. coli. Биохимическая характеристика рекомбинантной СОД (Слуцкая и др., 2012), показала, что фермент относится к классу Fe-зависимых супероксиддисмутаз. Температурная денатурации фермента наблюдается при 107°С.
СОД широко распространены у аэробных архей (Aeropyrum, Pyrobaculum, Sulfolobus и др.) но крайне редко встречаются у анаэробов.
2. Органотрофные кренархеи порядков Desulfurococcales и Fervidicoccales В лаборатории гипертермофильных микробных сообществ ИНМИ РАН из термальных источников Камчатки были выделены три анаэробные органотрофные кренархеи - Desulfurococcus kamchatkensis 1221n (Kublanov et. al. 2008), Thermogladius cellulolyticus 1633 и Fervidicoccus fontis (Perevalova et al., 2010). Первые две археи относятся к порядку Desulfurococcales, а F. fontis при его описании было предложено выделить в новый порядок, Fervidicoccales (Perevalova et al., 2010).
По своим физиологическим характеристикам эти три организма являются анаэробными органотрофами, растущими при нейтральных или умеренно-кислых pH (6-7). D. kamchatkensis и T. cellulolyticus являются гипертермофилами (оптимальная температура 84°C) и способны расти на белках и некоторых сахарах. F. fontis растет только на белковых субстратах при более низких температурах (оптимально от 70°C до 75°C). Морфологически все три организма представляют собой неподвижные кокки диаметром около 1 µm.
В таблице 1 представлены основные характеристики геномов D. kamchatkensis, T.
cellulolyticus и F. fontis. Микроорганизмы имеют одну кольцевую хромосому размером 1.3-1.4 млн. нуклеотидов, внехромосомные элементы не обнаружены.
Таблица 1. Основные характеристики геномов D. kamchatkensis T. cellulolyticus F.fontis Характеристика Размер генома, нт. 1 365 223 1 356 318 1 319 G+C, % 45.3 56 37. Число идентифицированных ОРС 1474 1431 Средняя длина ОРС, нт 818 866 Доля кодирующей 88.4 91.4 87. последовательности (% генома) ОРС с предсказанными функциями 1111 (75%) 1040 (72.7%) 960 (68.3%) Уникальные ОРС 205 170 Гены тРНК (с интронами) 47 (16) 46 (15) 48 (12) Гены рРНК (* содержит интрон) 16S-23S, 5S 16S-23S*, 5S 16S-23S, 5S CRISPR локусы 2 2 В результате сравнения трех геномов было определено количество общих генов (Рис. 6). Около 65% генов D. kamchatkensis T. cellulolyticus сходны, но только 40% генов F. fontis имеют гомологов в геномах двух других организмов. Эти результаты показывают, что по набору кодируемых белков F. fontis существенно отличаются от представителей порядка Desulfurococcales, что свидетельствует в пользу правомерности его выделения в отдельный порядок Проведенный нами Fervidicoccales.
филогенетический анализ последовательностей 53 рибосомных белков также показал, что и являются близкородственными D. kamchatkensis T. cellulolyticus микроорганизмами в порядке Desulfurococcales, а F. fontis формирует отдельную филогенетическую ветвь на дереве кренархей, расположенную вблизи «корня» порядка Desulfurococcales и Acidilobales (Рис. 3).
Рисунок 6. Сравнение наборов белок-кодирующих генов D. kamchatkensis, T.
cellulolyticus и F. fontis.
Общими считались белки, перекрывающиеся на более чем 80% аминокислотной последовательности, при e value меньше 1*10-10.
В результате поиска мобильных элементов в геноме D. kamchatkensis были выявлены полноразмерные транспозоны, принадлежащих к двум семействам – ISC (6 копий) и IS607 (1 копия). Три копии транспозонов семейства ISC1913 были обнаружено в геноме T. cellulolyticus. В геноме F. fontis полноразмерные транспозоны отсутствуют. Обнаружены MITE- элементы (miniature inverted repeat transposable element), которые являются производными как обнаруженных в геноме, так и неизвестных транспозонов, вероятно, уже элиминированных из генома. MITE элементы содержат концевые области «родительского» транспозона, но не центральные кодирующие участки. Транспозиция этих элементов зависит от активности ферментов «родительского» транспозона.
В геномах D. kamchtkensis, T. cellulolyticus и F. fontis обнаружены различные системы защиты генома от инвазии чужеродной ДНК, среди которых были обнаружены системы рестрикции-модификации, а также CRSIPR-локусы (Рис. 7). В геномах D. kamchatkensis и T. cellulolyticus было обнаружено по два CRSIPR локуса, содержащих 9 и 86, и 24 и 48 повторов, соответственно. В геноме F. fontis имеется четыре локуса, содержащие 14, 18, 18 и 18 повторов. Последовательности спейсеров не совпадали ни с одним известным внехромосомным элементом архей, но одна последовательность спейсера CRISPR локуса D. kamchatkensis совпадала с 3’-концевым участком гена Dkam_1260. Функция Dkam_1260 неизвестна, хотя гомологичные гены присутствуют в геномах некоторых других представителей Desulfurococcales. Сходство спейсерной последовательности CRISPR-локуса и последовательности собственного гена ставит вопрос о возможном механизме контроля экспрессии генов самого микроорганизма за счет активности CRISPR-локуса, подобно РНК интерференции в эукариотах.
Рисунок 7. Схема CRISPR-локусов. Черными прямоугольниками отмечены CRISPR локусы, в скобках указано число повторов, снизу приведена последовательность повтора. Стрелками указаны инвертированные повторы длиной 395 нт.
D. kamchatkensis, T. cellulolyticus и F. fontis растут на различных белковых субстратах, что предполагает наличие у них термостабильных внеклеточных протеаз В геномах каждого из этих микроорганизмов было идентифицировано более двух десятков пептидаз/протеаз различных типов. Некоторые протеолитические ферменты, экспрессированные в E. coli были функционально охарактеризованы. Так, субтилизин подобная сериновая протеаза Dkam_1144 из D. kamchatkensis, активная форма которой образовывалась в результате автопроцессинга пропептида, проявляла максимальную активность при 90°С в присутствии ионов кальция и активировалась в присутствии 0.01% SDS. Протеаза Dkam_1144 обладает высокой термостабильностью, сохраняя свою активность в течение 4 часов инкубации при 80°С. Такие характеристики Dkam_1144 делают этот фермент перспективным для применения в различных областях биотехнологии.
В геномах D. kamchatkensis и T. cellulolyticus найдены гены различных гликозил гидролаз, что соответствует способности этих архей расти на некоторых полисахаридах. Так у них имеется набор ферментов, обеспечивающих гидролиз крахмала и родственных полимеров. T. cellulolyticus, в отличии от D. kamchatkensis, может использовать в качестве субстратов различные виды целлюлозы, однако, гены известных целлюлозолитических ферментов в геноме T. cellulolyticus не найдены.
Поэтому, можно предположить, что у T. cellulolyticus функционирует неизвестный механизм гидролиза целлюлозы. Более узкоспециализированным органотрофным метаболизмом, ориентированным на гидролиз белковых субстратов, характеризуется F.
fontis, – его геном кодирует широкий спектр протеолитических ферментов при отсутствии ферментов, обеспечивающих гидролиз полисахаридов.
Анализ геномов выявил наличие генов, кодирующих все ферменты метаболизма глюкозы по модифицированному пути Эмбдена-Мейергофа. В отличие от A.
saccharovorans, в геномах D. kamchatkensis и T. cellulolyticus и F. fontis отсутствуют гены ключевых ферментов цикла трикарбоновых кислот, что ограничивает возможности метаболизма этих архей по пути брожения и не позволяет им полностью окислять органические субстраты даже в присутствии внешнего акцептора электронов (напр. S0). Отсутствие ферментов известных циклов автотрофной фиксации углерода согласуется с неспособностью этих микроорганизмов к автотрофному росту.
Согласно результатам геномного анализа D. kamchatkensis, T. cellulolyticus и F.
fontis могут синтезировать АТФ как за счет субстратного фосфорилирования, так и в процессе окислительного фософорилирования с помощью АТФ синтаз, использующих для синтеза АТФ трансмембранный ионный градиент. У всех трех микроорганизмов протонный градиент может создаваться за счет окисления восстановленного ферредоксина мультисубъединичными мембран-связанными комплексами двух типов.
Комплекс первого типа, энерго-преобразующая гидрогеназа (MBH), использует восстановленный ферредоксин в качестве донора электронов и переносит их на протоны как акцептор электронов, образуя водород. При этом происходит перенос протонов через мембрану и образуется протонный градиент. Помимо МВН трансмембранный протонный градиент может быть создан мембран-связанной ферредоксин:NADPH оксидоредуктазой (MBX), которая окисляет ферредоксин и восстанавливает NADP+ с генерацией протон-движущей силы. Перенос электронов на серу с образованием водорода может осуществлять растворимая NAD(P)H:
полисульфид оксидоредуктаза или аналогичный фермент, окисляющий NAD(P)H с образованием H2S. Сера не стимулирует рост F. fontis, что согласуется с отсутствием в его геноме явных гомологов генов ферментов, окисляющих и NAD(P)H восстанавливающих серу. Другие потенциальные акцепторы электронов (сульфат, нитрат, тиосульфат) D. kamchatkensis, T. cellulolyticus и F. fontis не используются, что согласуется с отсутствием генов, кодирующие соответствующие редуктазы.
Наряду с мембран-связанными гидрогеназами, у T. celluloyticus и F. fontis имеется цитоплазматическая гидрогеназа, относящаяся к группе 3b [NiFe]-гидрогеназ. Донором электронов для этих бинаправленных гидрогеназ является NADPH. Гидрогеназы этого типа ранее не были описаны в археях.
Образованный в результате активности мембранных комплексов MBH и MBX протонный градиент используется А1А0 АТФ-синтазой для синтеза АТФ. Анализ аминокислотных последовательностей «роторных» субъединиц АТФ-синтазы D.
и выявил наличие консервативных остатков, kamchatkensis T. cellulolyticus Na+ Na+-АТФ участвующих в связывании в синтазах. Это означает, что транспортируемым ионом в АТФ-синтазах этих двух микроорганизмов является Na+.
Это может объяснять наличие натрий-протонных антипортеров. Ранее была выдвинута гипотеза о том, что ионы натрия имеют ряд преимуществ над протонами в качестве сопряженных ионов при росте в анаэробных высокотемпературных местообитаниях (Pisa et al., 2007). Возможно, натрий-зависимые биоэнергетические процессы в гипертермофильных археях определяют их адаптацию к внешним условиям. Растущий при более низких температурах F. fontis имеет H+-зависимую АТФ-синтазу.
3. Геномы трех кренархей порядка Thermoproteales Представители родов Vulcanisaeta, Pyrobaculum и Thermoproteus вместе с Thermocladium, Caldivirga и Thermofilum образуют порядок Thermoproteales филума объединяющий термофильных кренархей, имеющих клетки Crenarchaeota, палочковидной формы. Этот порядок является эволюционно наиболее древним среди гипертермофильных кренархей. Три новых вида архей порядка Thermoproteales были выделены сотрудниками ИНМИ РАН: Vulcanisaeta moutnovskia 768-28 и Thermoproteus uzoniensis 768-20 из сульфатары, расположенной в вулкане Мутновский на Камчатке (Prokofeva et al., 2005), а новый штамм Pyrobaculum sp. 1860 - из озера Фумарольное кальдеры вулкана Узон.
Основные характеристики геномов этих трех микроорганизмов представлены в таблице Размеры геномов значительно больше, чем у архей порядка 2.
Desulfurococcales и составляют от 1.9 млн нуклеотидов у T. uzoniensis до 2,5 млн.
нуклеотидов у Pyrobaculun sp. 1860. Соответственно, больше и общее число предсказанных белок-кодирующих генов. Все геномы содержат по одному рибосомному оперону, включающему гены 16S и 23S рРНК, а также отдельно расположенный ген 5S рРНК.
Таблица 2. Основные характеристики геномов V. moutnovskia T. uzoniensis Pyrobaculum Характеристики 768-28 768-20 sp. Размер генома, нт. 2 298 983 1 936 063 2 467 G+C, % 42,4 59,7 Число идентифицированных ОРС 2320 2188 Доля кодирующей 88.0 91.3 89. последовательности (% генома) ОРС с предсказанными функциями 1496 1441 Гены рРНК (* содержит интроны) 16S-23S и 5S 16S-23S и 5S 16S*-23S и 5S CRISPR локусы 4 0 В гене 16S рРНК Pyrobaculum sp. 1860 найдено три интрона длиной 717, 785 и нт. У других представителей Pyrobaculum в генах 16S рРНК может содержаться 1- интрона. В интронах гена 16S рРНК Pyrobaculum sp. 1860 найдены три гена, кодирующие интронные хоминг-эндонуклеазы. Предполагается, что присутствие этих генов в последовательностях интронов архей указывает на инфекционную природу интронов (Itoh et al 2003).
В результате поиска CRISPR-систем в геномах V. moutnivskia и Pyrobaculum sp.
1860 были идентифицированы 4 и 8 CRISPR кластеров, соответственно. В геноме T.
uzoniensis CRISPR локусов не содержится, что необычно для гипертермофильных архей. Отсутствие CRISPR системы коррелирует с практически полным отсутствием в геноме T. uzoniensis генов транспозаз и интеграз, которые указывали бы на наличие мобильных элементов или их остатков. Возможно, отсутствие CRISPR системы и мобильных элементов у T. uzoniensis обусловлены особенностями экологической ниши, занимаемой этой археей, в которой возможно отсутствуют вирусы и другие мобильные элементы. Альтернативным объяснением может являться наличие другой эффективной системы защиты генома от чужеродной ДНК, что делает CRISPR систему ненужной.
Мы провели попарные сравнения геномов V. moutnivskia и T. uzoniensis с геномами близкородственных им микроорганизмов Ближайшим (Рис. 8).
родственником V. moutnovskia является V. distributa DSM 14429, геном которого был секвенирован в Joint Genome Institute (Mavromatis et al., 2010). Около 77% предсказанных белков V. moutnovskia имеют сходство с белками, кодируемыми геномом V. distributa, а 72% предсказанных белков T. uzoniensis 768-20 имеют сходство с белками его ближайшего родственника T. tenax, геном которого был опубликован в 2011 году.
Сравнение полных геномных последовательностей V. moutnovskia и V. distributa, а также T. uzoniensis и T. tenax выявило не только сходство последовательностей отдельных генов, но и сохранение порядка генов на протяжении крупных участков хромосомы (синтению), что характерно для близкородственных микроорганизмов (Рис.
8). Наибольшее сходство, как по набору генов, так и по порядку их расположения было обнаружено при сравнении геномов V. moutnovskia и V. distributa. Эти геномы отличаются четырьмя крупными инверсиями (Рис. 9). Число перестроек между геномами T. uzoniensis и T. tenax значительно больше, но синтения на протяжении крупных фрагментов геномов также прослеживается.
Рисунок 8. Локализация гомологичных участков в геномах.
Сравнение выполнено по протоколу BLASTN (e-value 1e-10) и визуализировано с помощью WebACT tool (http://www.webact.org/WebACT/home). Для удобства визуализации начальная точка смещена в положение 1.413.820 нт. в последовательности генома V. moutnovskia (GenBank CP002529) и в положение 588.199 нт в геноме V. distributa (GenBank NC014537), в положение 400 000 нт. в последовательности генома T. uzoniensis 768-20 (GenBank NC_015315), координаты в последовательности генома T.tenax (GenBank FN869859) не изменяли.
Сравнение геномов V. moutnovskia и V. distributa выявило уникальные участки, имеющиеся лишь в одном из геномов. Большая часть генов, расположенных в этих районах, кодирует белки с неизвестными функциями, отсутствующие в геномах других архей;
их появление может быть результатом интеграции неизвестных вирусов или мобильных элементов (хотя не исключены и связанные с использованием разных программ артефакты аннотации, особенно для коротких генов). Так, из 540 генов отсутствующих в геноме составляли гены V.moutnovskia, V. distributa, гипотетических белков, не имеющих гомологов в базах данных, а 15 – гены транспозаз.
На вирусную природу генов гипотетических белков во многих случаях указывает их кластерное расположение в геноме. Это согласуется с тем, что большинство белков вирусов архей не имеют гомологов в базах данных. Однако, в некоторых случаях появление «уникального» района в одном геноме отражает делецию соответствующего участка генома у другого анализируемого организма, что проявляется в потере определенных свойств.
Анализ путей метаболизма у V. moutnovskia, T. uzoniensis и Pyrobaculum sp. выявил наличие различных гидролитических ферментов, которые могут обеспечивать утилизацию белковых субстратов и некоторых сахаров, что соответствует спектру используемых для роста субстратов. У этих трех архей метаболизм глюкозы может осуществляться через модифицированные пути Эмбдена-Мейергофа и Энтнера Дудорова. Образовавшийся пируват может окисляться пируват:ферредоксин оксидоредуктазой до ацетил-СоА и далее до ацетата ацетил-СоА синтетазой с образованием АТФ. Конверсия пирувата в ацетил-СоА у T. uzoniensis и Pyrobaculum sp.
1860 может также осуществляться пируват-дегидрогеназным комплексом, который используется для этой цели у эукариот и большинства аэробных бактерий. У V.
moutnovskia этот комплекс отсутствует. Возможно, его приобретение в процессе эволюции Thermoproteales произошло после разделения рода Vulcanisaeta и общего предшественника Thermoproteus и Pyrobaculum.
В каждом из трех геномов были обнаружены гены внеклеточных эстераз и набора ферментов пути бета-окисления жирных кислот, что предполагает возможность использования этими археями липидов. В геноме V. moutnovskia также кодируется глицерол-киназа, что позволяет этой архее использовать не только жирные кислоты, но и глицерин, образующийся при гидролизе триглицеридов.
Энергия может запасаться как в процессах субстратного фосфорилирования, так и анаэробного дыхания в присутствии внешнего акцептора электронов. Образующийся в результате метаболизма сахаров, белков и жирных кислот ацетил-СоА может не только сбраживаться до ацетата, но и окисляться до СО2 в ходе анаэробного дыхания. Для этого в геномах V. moutnovskia, T. uzoniensis и Pyrobaculum sp. 1860 кодируется полный набор ферментов окислительного цикла трикарбоновых кислот. Анализ геномов T.
uzoniensis и Pyrobaculum sp. 1860 позволяет предсказать способность этих архей осуществлять автотрофную фиксацию CO2 благодаря наличию восстановительного цикла трикарбоновых кислот и дикарбоксилат/4-гидроксибутиратного цикла. В геноме V. moutnovskia ключевые ферменты циклов автотрофной фиксации CO2 отсутствуют.
Особенностью T. uzoniensis, предсказанной в результате анализа генома, является способность к автотрофному росту за счет анаэробного окисления водорода, связанного с восстановлением серы (hydrogen-sulfur autotrophy). Окисление водорода (H2 2H+ + 2e-) и восстановление серы (2H+ + 2e- + S0 H2S) осуществляются мембран связанными гидрогеназой и сероредуктазой;
их совместное функционирование в короткой электрон-транспортной цепи приводит к переносу протонов из клетки и к образованию трансмембранного градиента протонов, используемого для синтеза АТФ.
Аналогичные кластеры генов, кодирующих сероредуктазу и гидрогеназу, имеются и в геноме V. distributa, однако, в геноме V. moutnovskia делетированы два из трех генов, кодирующих субъединицы сероредуктазы, гидрогеназа также отсутствует (Рис. 9).
Рисунок 9. Локус, кодирующий мембран-связанную сероредуктазу у V. distributa (вверху) и соответствующий участок генома V. moutnovskia (внизу). Гены, кодирующие субъединицы сероредуктазы, указаны серыми стрелками, гены с неизвестными функциями, - незакрашенными стрелками.
В процессах анаэробного дыхания в присутствии акцептора электронов восстановленный ферредоксин, NAD(P)H и водород, могут быть окислены в результате согласованной работы набора мембран-связанных оксидоредуктазных комплексов и цитоплазматических редуктаз, приводящей к образованию трансмембранного протонного градиента. Все три генома кодируют протон-транспортирующие + ферредоксин: NAD(P) оксидоредуктазные комплексы, получающие электроны от восстановленного ферредоксина и передающие их на NAD(P)+ и/или на хиноны дыхательной цепи и далее на мембран-связанные редуктазы. В геномах V. moutnovskia и T. uzoniensis кодируется NAD(P)H:S оксидоредуктаза NSR, которая может окислять восстановленный NAD(P)H с образованием сероводорода. В геноме Pyrobaculum sp.
1860 отсутствует гены цитоплозматической NSR и мембран-связанной сероредуктазы, что согласуется с тем, что этот микроорганизм не восстанавливает серу.
У V. moutnovskia, T. uzoniensis и Pyrobaculum sp. 1860 имеются различные терминальные оксидоредуктазы. Так, T. uzoniensis кодирует мембран-связанную сероредуктазу, а также цитохром bd и цитохром с оксидазы. Особенностью V.
moutnovskia является наличие полного набора генов, кодирующих ферменты пути восстановления сульфатов, редко встречающегося у архей и на сегодняшний день описанного только у эуриархеи Archaeglobus fulgidus и кренархеи Caldivirga maquilingensis. Наиболее широкий спектр мембран-связанных оксидоредуктаз, которые могут служить конечными акцепторами электронов при анаэробном дыхании, обнаружен у Pyrobaculum sp. 1860. Это цитохром-оксидазы различных типов, нитрат редуктаза NarG-типа, цитохром с нитрит редуктаза, NO-редуктаза, цитохром с редуктаза закиси азота, редуктаза оксида железа Fe(III) цитохром с типа, и молибдоптериновые оксидоредуктазы семейства, которые могут Psr/Phs восстанавливать арсенат, тиосульфат или полисульфид. Нитрит редуктаза кодируется двумя расположенными рядом генами (P186_0727 и P186_0728);
анализ их нуклеотидных последовательностей показал, что удаление одного нуклеотида может приводить к восстановлению рамки считывания. Это может указывать на наличие в этом гене потенциального сайта программируемого сдвига рамки считывания. Реальная физиологическая роль терминальных оксидоредуктаз у Pyrobaculum sp. 1860 является предметом изучения, поскольку экспериментально была показана только способность Pyrobaculum sp. 1860 восстанавливать нитрат, оксид железа (III) и арсенат.
Таким образом, у V. moutnovskia, T. uzoniensis и Pyrobaculum sp. функционируют разветвленные дыхательные цепи. По-видимому, в зависимости от условий окружающей среды эти микроорганизмы используют оптимальные акцепторы электронов. Во всех трех микроорганизмах протонный градиент, являющийся результатом действия протонных насосов и пирофосфатазы, может использоваться АТФ-синтазой A1Ao типа для синтеза АТФ, сопряженного с переносом протонов в клетку. Этот фермент может действовать в обоих направлениях. При росте в отсутствие внешних акцепторов электронов активности протонных насосов может оказаться недостаточно для создания протонного градиента, необходимого для поддержания нормального внутриклеточного рН в условиях кислой среды. В этом случае дополнительный протонный градиент может генерироваться обратной активностью АТФазы, действующей как протонный насос за счет гидролиза АТФ, синтезированного в реакциях субстратного фосфорилирования.
4. Thermofilum carboxydotrophus, карбоксидотрофная кренархея порядка Thermoproteales.
Анаэробная кренархея Thermofilum carboxydotrophus 1505 была выделена из горячего источника, расположенного вблизи вулкана Мутновский, Камчатка. Культура растет в анаэробной среде, содержащей 100 мг/л дрожжевого экстракта, в присутствии 45% СО в газовой фазе (Sokolova et al., 2009). В процессе роста СО полностью потреблялся с образованием молекулярного водорода и СО2. T. carboxydotrophus является первым представителем Crenarchaeota, способным к гидрогеногенной карбоксидотрофии (реакция CO + H2O CO2 + H2). Это свойство широко распространенно среди бактерий типа Firmicutes, но крайне редко встречается у архей.
Геном T. carboxydotrophus является кольцевой хромосомой длиной 1.754.192 нт и не содержит внехромосомных элементов. Содержание G+C составляет 46.4 %. Было идентифицировано 2013 потенциальных генов, покрывающих 89.7% хромосомы, из них 1969 – кодирующих белки. В результате сравнения с базами данных аминокислотных последовательностей с различной степенью детализации и достоверности были предсказаны функции 66% предполагаемых белков. предсказанных белков являются специфичными для T. carboxydotrophus и не имеют сходства с последовательностями, представленными в GeneBank.
Геном содержит одну копию рибосомного оперона, включающего гены 16S и 23S РНК, а также отдельно расположенный ген 5S рРНК. Гены рибосомных РНК не содержат интронов, однако, интроны были найдены в половине идентифицированных генов тРНК. В геноме T. carboxydotrophus найдено 9 CRISPR локусов, 8 из них расположены в одном участке генома размером около 300 т.п.н. У T. carboxydotrophus найдено только 4 гена, кодирующих необходимые для функционирования CRISPR системы Cas белки, т.е. минимальный набор cas-генов, найденных в других организмах, по-видимому, отсутствует. Поэтому можно предположить, что CRISPR-система у T.
carboxydotrophus не функционирует.
В результате сравнения наборов белок-кодирующих генов установлено, что ближайшим родственным T. carboxydotrophus микроорганизмом с известной полной геномной последовательностью является T. pendens. Около 65% предсказанных белков T. carboxydotrophus (~1300 белков) имеют сходство с белками T. pendens. Сравнение полных геномных последовательностей T. carboxydotrophus и T. pendens (Рис. 10) выявило сохранение порядка генов на протяжении крупных участков хромосомы.
Однако, распределение такой синтении в геномах не равномерно – на протяжении примерно 3/4 длины геномы в основном колинеарны, а оставшиеся фрагменты сильно различаются (Рис. 10). У T. carboxydotrophus этот «видоспецифический» участок включает 577 белок-кодирующих генов. Среди этих белков только 35 % (~200 белков) имеют гомологию с белками T. pendens, это в два раза ниже, чем в среднем по геному.
Большая часть генов этого района кодирует белки с неизвестными функциями, отсутствующие в геномах других архей. Появление таких генов может быть результатом интеграции крупных фрагментов чужеродной горизонтально перенесенной ДНК и геномных перестроек.
T. carboxydotrophus Рисунок 10. Локализация гомологичных участков в геномах T.
carboxydotrophus и T. pendens.
Сравнение выполнено по протоколу и BLASTN (e-value 1e-10) визуализировано с помощью WebACT tool. Для удобства визуализации начальная точка смещена в положение нт. в последовательности 1.123. генома T. carboxydotrophus, а для генома T. pendens показана комплементарная последовательность.
T. pendens T. carboxydotrophus растет на пептоне и глюкозе в присутствии дрожжевого экстракта и серы. Анализ генома выявил гликолитические и протеолитические ферменты, а также транспортеры сахаров и пептидов. Особенностью T.
является то, что абсолютное большинство гидролитических carboxydotrophus ферментов являются внутриклеточными. Например, из 14 гликозил-гидролаз лишь один фермент семейства GH57 имеет сигнальную последовательность, что может предполагать его внеклеточное функционирование. В геноме кодируется большое количество различных транспортеров сахаров и пептидов, в том числе ферменты фосфотрансферазной системы транспорта углеводов, редко встречающейся у архей.
Все это указывает на то, что рост T. carboxydotrophus обеспечивается не за счет гидролиза внеклеточных полисахаридов и сложных белковых субстратов, а, в первую очередь, за счет эффективного транспорта и использования низкомолекулярных соединений, присутствующих в среде.
Основные пути центрального метаболизма у T. carboxydotrophus сходны с таковыми у проанализированных представителей Desulfurococcales (Рис. 12).
Метаболизм глюкозы может осуществляться посредством модифицированного пути Эмбдена-Мейергофа. В отличие от других Thermoproteales, у T. carboxydotrophus отсутствуют путь Энтнера-Дудорова и цикл трикарбоновых кислот.
Анализ генома выявил два мембран-связанных оксидоредуктазных комплекса.
Первый комплекс подобен гидрогеназе, окисляющей восстановленный MBH ферредоксин с образованием водорода и переносом протонов через мембрану. Второй MBX-подобный комплекс формирует протонный градиент за счет окисления ферредоксина и восстановления NADP+. Образуемый NADPH может в дальнейшем окисляться NAD(P)H:S оксидоредуктазой с образованием H2S. Восстановление серы также может осуществляться посредством мембран-связанной сероредуктазы, которая может получать электроны от хинонов дыхательной цепи или мембран-связанной гидрогеназы.
Еще одной особенностью T. carboxydotrophus, указывающей на его способность использовать продукты деятельности других микроорганизмов, является наличие пути ассимиляции глицерина, который может образовываться, в частности, в результате гидролиза присутствующих в среде триглицеридов липолитическими ферментами.
Глицерин может фосфорилироваться, а затем окисляться мембран-связанной глицерол дегидрогеназой, которая может переносить электроны на хиноны 3-фосфат дыхательной цепи. Образованный гидроксиацетон-фосфат может утилизироваться по пути Эмбдена-Мейергофа.
T. carboxydotrophus является единственной известной кренархеей, способной к росту на СО с образованием H2 и CO2. Ранее анаэробные гидрогеногенные карбоксидотрофы были описаны в основном среди бактерий типа Firmicutes. Среди архей это тип метаболизма был обнаружен у некоторых представителей эуриархей рода Thermococcus. В результате анализа генома T. carboxydotrophus был выявлен кластер генов (Ther_0860 – Ther_0871), кодирующих CO-дегидрогеназу (CODH). Этот кластер включает транскрипционный регулятор и гены, кодирующие субъединицы CODH: электрон-транспортную CooF, каталитическую CooS, вспомогательную субъединицу CooC, субъединицы гидрогеназы CooM, CooU, CooH, CooL, CooK и CooX. Организация кластера генов CODH у T. carboxydotrophus сходна с таковой у эуриархей рода Thermococcus (Рис. 11), что указывает на горизонтальный перенос этого кластера между T. carboxydotrophus и Thermococcus. Первоначальным источником этих генов, вероятно, были термофильные карбоксидотрофные бактерии филума Firmicutes.
Каталитическая субъединица CO-дегидрогеназы T. carboxydotrophus, CooS, имеет высокую гомологию с CooS (THERMP_01153) из Thermococcus barophilus MP (74% идентичности), а также функционально охарактеризованным CooS из Carboxydothermus hydrogenoformans (Chy_0085) и Rhodospirilum rubrum. CODH комплекс Rhodospirilum rubrum принимает участие в СО-зависимой цепи переноса протонов. СО-дегидрогеназа окисляет CO до CO2, используя Н2О, и переносит электроны на протоны с образованием водорода, энергия генерируется в виде трансмембранного протонного градиента (Рис. 12).
K LX U H M CT J F S Rhodospirillum rubrum M F S KLXU H C Carboxydothermus hydrogenoformans hypA F S C M K U H XL Thermococcus AM T. barophilus T. onnurineus F S C M U H L K X Thermofilum carboxydotrophus Рисунок 11. Организация кластера CODH генов у карбоксидотрофных архей и бактерий филума Firmcutes.
На основании геномных данных можно предположить, что T. carboxydotrophus использует СО не только как источник энергии, но и как источник углерода. Геном содержит ген рибулозо-1,5-бисфосфат карбоксилазы, ключевого фермента автотрофной фиксации углекислого газа в цикле Кальвина. Также в геноме кодируются ферменты, участвующие в преобразовании рибозофосфатной группы аденозинмонофосфата (АМФ) в рибулозо-1,5-бисфосфат: AMФ фосфорилаза и рибозо-1,5-бисфосфат изомераза. В условиях недостатка гетеротрофных субстратов и ограниченного образования CO2 в процессах катаболизма, CO2, образуемый в результате действия CODH, может быть субстратом для рибулозо-1,5-бисфосфат карбоксилазы (Рис. 12).
Культивирование T. carboxydotrophus требует присутствия в среде дрожжевого экстракта, что указывает на потребность микроорганизма в сложных соединениях.
Более того, другой представитель этого рода, T. pendens, требует для роста клеточных экстрактов археи T. tenax, что указывает на потерю многих биосинтетических процессов. Как и в случае T. pendens (Anderson et al., 2008), анализ генома T.
carboxydotrophus указывает на потерю способности синтезировать многие метаболиты, в том числе пурины, большинство кофакторов и аминокислот. Из 125 COG (Clusters of Ortologous Groups), кодирующих биосинтетические ферменты у архей (Anderson et al., 2008), в геномах T. pendens и T. carboxydotrophus имеются гены лишь 11 ферментов.
Такая потеря биосинтетических путей характерна для некоторых облигатных паразитов Вероятно, оптимальным образом (например Rickettsia). T. carboxydotrophus приспособлен для получения необходимых им метаболитов из содержащей разнообразную органику среды термального источника.
B Proteins/peptides Proteases F A sugars 2H+ H2S S0 + 2H+ H Di-/oligopeptides Sugar ABC H+ Di-/oligopeptide HD SR transporters ABC-transporters QH Q CO and -specific H+ glycoside hydrolases Acceptor(red) Di-/oligopeptides FDH Acceptor(ox) Peptidases Glucose Formate Glutamate E C ATP Amino acids dehydrogenase GLK Fd(red) FOR ADP Fd(ox) Amino- NADPH 2-Ketoglutarate Glucose-6-phosphate Formaldehyde transferases NADP+ Glutamate PGI 2-Keto acids 3-Hexulose-6-P Fructose-6-phosphate POR HPS ATP Pi PFK Fd(ox) + CoASH PHI VOR FBP Ribulose-5-P ADP Fd(red) IOR Fructose-1,6-bisphosphate RPI Aldehydes + CO FBA KGOR Ribose-5-P TIM ATP Fd(ox) Acyl-CoAs + CO PPS 2,3 - diphosphoglycerate AMP + Fd(red) NADP 5-phosphoribosyl- GAPDH ACS ADP NADPH 1-pyrophosphate AOR SCS ATP + CoASH Glyceraldehyde-3-phosphate APRT ADP PGK AMP ATP Nucleotide Acids Pyruvate D AMPP 3-Phosphoglycerate biosynthesis Fd(ox)+CoASH Ribose-1,5-BP PGM POR Fd(red) RBPI Ferredoxin:NADP+ oxidoreductase 2-Phosphoglycerate Rubisco Acetyl-CoA + CO Ribulose-1,5-BP NADP+ Fd(red) Enolase ADP CO ACS Fd(ox) NADPH Phosphoenolpyruvate ATP+CoASH ADP AMP+Pi Acetate PYK PEPS ATP ATP TIM Pyruvate dihydroxy H2 S F acetone Glycerol A1A0 ATP synthase S0 phosphate phosphate NSR ADP ATP CO + CO2 ADP + + H+ Fd(red) H+ 2H H+ Fd(red) NADP H2O GK + H2 ATP NADPH H Fd(ox) Fd(ox) QH e CODH GlpDH MBX MBH Q HD SR H+ H+ H+ H+ H+ 2H+ 2H+ + S H2 Glycerol H2S Рисунок 12. Основные пути метаболизма T. carboxydotrophus.
(А) – утилизация сахаров, (В) – утилизация белков, (C) – гликолиз (Э-М) и глюконеогенез, (D) – метаболизм пирувата, (E) – синтез пентоз-фосфатов, (F) формирование протонного градиента с образованием АТФ.
5. Эуриархея Thermococcus sibiricus, выделенная из пластовых вод нефтяного резервуара Представители рода Thermococcus широко распространены в наземных и морских гидротермах, а также в пластовых водах подземных нефтяных месторождений.
Гипертермофильная анаэробная эуриархея Thermococcus sibiricus MM 739 была выделена из пластовых вод высокотемпературного нефтяного месторождения Самотлор в Западной Сибири (Miroshnichenko et. al., 2001). Температура вод в месте выделения (глубина 2350 метров) составляла около 84C. Вместе с родами Pyrococcus и Palaeococcus, Thermococcus относится к эуриархейному порядку Thermococcales.
Большинство Thermococcales являются органогетеротрофами, растущими на белках и некоторых углеводах, используя серу или протоны в качестве акцепторов электронов.
Ранее были определены геномные последовательности нескольких представителей Thermococcales, выделенных из морских гидротерм. В отличие от них T. sibiricus был выделен из пластовых вод высокотемпературного нефтяного резервуара. Такие места обитания характеризуются низким уровнем растворенного органического углерода и следовыми количествами свободных аминокислот. Тем не менее, первоначально T. sibiricus был описан как анаэроб, сбраживающий белковые субстраты (Miroshnichenko et al. 2001). Этот организм был найден в изолированном нефтесодержащем горизонте Юрского периода, причем в это месторождение вода искусственно не закачивалась. Оптимальные условия роста T. sibiricus (температура, и соленость) соответствуют условиям месторождения. Поэтому можно pH предположить, что является аборигенным микроорганизмом для T. sibiricus нефтесодержащего горизонта, что предполагает его выживание с момента образования месторождения и адаптацию его метаболизма к условиям подземного резервуара.
Результаты анализа генома T. sibiricus позволяют объяснить способность этой археи расти в такой экологической нише.
Геном T. sibiricus имеет длину 1.845.800 нт., содержит одну копию оперона 16S 23S рРНК и две копии гена 5S рРНК, расположенных удалено от 16S-23S оперона.
Было найдено 46 генов тРНК для 20 аминокислот, распределенных по всей длине генома. В геноме идентифицировано 2061 потенциальных белок-кодирующих генов со средней длиной 815 нт, покрывающие 91% генома. Функции 1413 (69%) белков могут быть предсказаны с различной степенью достоверности и детализации в результате сравнения с базами данных. Функции остальных 648 (31%) предсказать по аминокислотной последовательности не представляется возможным, причем 181 ген является уникальным для T. sibiricus.
На рисунке 14 представлены диаграммы, иллюстрирующие количества белок кодирующих генов T. sibiricus, гомологи которых присутствуют в геномах других представителей порядка Thermococcales. Полученные данные показывают, что около 70% (1480) белков имеют гомологов кодируемых в геномах T. kodakaraensis и T.
onnurineus (Рис. 13). Из них 1024 белка имеются у всех трех известных представителей рода Pyrococcus. Можно предположить, что этот общий набор генов имелся у общего предка архей порядка Thermococcales. Около 387 белков T. sibiricus отсутствуют у других представителей порядка Thermococcales, и хотя функции большинства из этих белков неизвестны, среди них есть ферменты, которые могут обеспечивать специфические особенности метаболизма T. sibiricus (см. ниже).
Первоначально, согласно микробиологическим данным, T. sibiricus был описан как анаэроб, сбраживающий белковые субстраты. В результате анализа генома T.
sibiricus было найдены гены для 281 белков с сигнальными последовательностями на N-конце. Большинство из них были аннотированы как транспортные белки, протеазы, гликозил гидролазы, липазы/эстеразы. В результате геномного анализа были выявлены секретируемые ферменты, которые могут обеспечивать рост T. sibiricus на других субстратах, помимо белков. В ИНМИ РАН была экспериментально проверена предсказанная в результате анализа геномных данных способность T. sibiricus расти на других субстратах. В результате была подтверждена возможность роста на мальтозе, декстране, целлюлозе, целлобиозе, агарозе, гексадекане, ацетоне, оливковом масле и глицерине.
Рисунок 13. Сравнение наборов белок-кодирующих генов T. sibiricus и других представителей порядка Thermococcales.
Анализ геномных данных показал, что определенный участок генома T. sibiricus (нт 308742 – 328657, соответствует генам Tsib_0320-Tsib_0334), содержит набор генов, кодирующих ферменты, существенные для использования целлюлозы, ламинарина, агара и других -связанных полисахаридов (Рис. 14). Этот «сахаролитический остров» кодирует ферменты для внеклеточного гидролиза этих субстратов, транспорта олигосахаридов в клетку и их последующего расщепления до мономеров: две внеклеточные и одну внутриклеточную эндо-1,4-глюканазы, целлобиоз-фосфорилазу, внеклеточную ламинариназу (эндо-1,3-глюканазу), -галактозидазу, внеклеточную -агаразу, -гликозидазу и транспортную систему ABC-типа для -гликозидов.
Ближайшие гомологи этих ферментов (за исключением –агаразы) были найдены у бактерий рода Thermotoga, однако этот регион отсутствует у близких родственников T.
sibiricus - T. kodakaraensis и T. onnurineus (Рис. 14). В T. sibiricus этот «сахаролитический остров» расположен в кластере генов рибосомных белков, который имеется и у T. kodakaraensis и T. onnurineus. Все эти данные свидетельствует о том, что “сахаролитический остров” был горизонтально перенесен в геном T. sibiricus из неизвестной термофильной бактерии, возможно, близкой к Thermotoga. Также нельзя исключить архейного происхождения этого «острова», поскольку предполагается, что значительная фракция генов T. maritima (более 20%) является результатом горизонтального переноса из геномов термофильных архей.
Рисунок 14. «Сахаролитический остров» в геноме T. sibiricus.
Гены, показанные синим цветом, встречаются во всех геномах Thermococcus. Гены не участвующие в деградации полисахаридов или с неизвестной функцией обозначены желтым.
Гены, кодирующие сахаролитические ферменты, представлены светло зеленым;
гены транспортной системы ABC-типа отмечены темно зеленым цветом.
Еще одним вероятным результатом горизонтального переноса генов у Thermococcales является имеющий размер около 16 тпн кластер генов деградации мальтозы и трегалозы, найденный в геномах P. furiosus и Thermococcus litoralis.
Аналогичный локус имеется в геноме T. sibiricus (нт 340628 – 356664, соответствует генам Tsib_0356-Tsib_0369), причем порядок генов совпадает с порядком генов в геноме P. furiosus. Этот кластер генов кодирует предполагаемую трегалоз-синтазу, гликоген-расщепляющий фермент и гликозидазу. Он также содержит гены двух высоко аффинных транспортных систем ABC-типа для -гликозидов.
В геноме T. sibiricus обнаружено 15 генов, кодирующих липазы/эстеразы, четыре из которых содержат сигнальные пептиды, что предполагает их внеклеточную активность. Один из этих генов, кодирующий липазу, Tsib_1424, был нами клонирован, экспрессирован в E. coli и полученный рекомбинантный белок был функционально охарактеризован. Было установлено, что Tsib_1424 может гидролизовать производные п-нитрофенила с различной длиной цепи при температурах 50-70°С, т.е. проявляет липолитическую активность. В соответствии с этими данными было обнаружено, что T.
sibiricus растет на оливковом масле, основным компонентом которого является триолеин. Это свойство крайне редко встречается у архей. Гидролиз триглицеридов липазами приводит к образованию глицерина и жирных кислот. T. sibiricus растет на глицерине, но не на длинноцепочечных жирных кислотах, что согласуется с отсутствием пути -окисления жирных кислот. Следовательно, рост на оливковом масле является результатом утилизации глицерина, образующегося в результате гидролиза липидов.
Центральный метаболизм глюкозы в T. sibiricus может осуществляться с помощью ферментов пути Эмбдена-Мейергофа. Образовавшийся пируват может быть в дальнейшем окислен до CO2 в результате совместного действия пируват:формиат лиазы и формиат:гидроген-лиазного комплекса, а также может окисляться пируват:ферредоксин оксидоредуктазой.
способен запасать энергию с помощью субстратного T. sibiricus фосфорилирования и анаэробного дыхания. Основным механизмом сохранения энергии T. sibiricus является образование протонного градиента тремя мембранными комплексами, сходными с NADH:хинон оксидоредуктазой. Это два мембран-связанных гидрогеназных комплекса MBH1 и MBH2, а также мембран-связанный NADP+ восстанавливающий комплекс MBX, связанный с восстановлением серы. Повторное окисление образованного NADPH может осуществляться NADPH:S0 оксидоредуктазой, которая переносит электроны на серу и образует H2S. Донором электронов для MBH и MBX комплексов, вероятно, является восстановленный ферредоксин, который образуется в ферредоксин-зависимых реакциях в процессе окислении углеводов и белков. Функционирование H2-образующих гидрогеназ MBH типа подтверждается образованием H2 во время роста T. sibiricus в отсутствии S0 как акцептора электронов.
В отсутствии серы T. sibiricus, вероятно, запасает энергию с помощью MBH1 и MBH2, а в присутствии серы - с помощью MBX-комплекса.
Сформированный за счет работы MBH1, MBH2, и MBX трансмембранный протонный градиент может быть использован АТФ синтазой для синтеза АТФ. В геноме T. sibiricus кодируется одна АТФ синтаза, транспортирующая ионы натрия.
Отметим, что для роста T. sibiricus требуется довольно высокая соленость (оптимум при 20 г/л NaCl).
Рисунок 15. Основные пути метаболизма T. sibiricus.
(А) – утилизация сахаров, (В) – утилизация белков, (C) – гидролиз триглицеридов и утилизация глицерина (D) – гликолиз (путь Эмбдена-Мейергофа), (E) – метаболизм пирувата, (F) формирование протонного градиента и синтез АТФ.
Различные пути метаболизма, идентифицированные на основании геномных данных, представлены на Рис. 15. Расшифровка генома создала основу для открытия новых физиологических особенностей данного микроорганизма, который изначально был описан как архея, способная расти только на белковых субстратах. В результате геномного анализа были выявлены ферменты, необходимые для деградации полисахаридов, а также системы транспорта сахаров в клетку. Способность T. sibiricus расти на олигомерных и полимерных углеводах с -связями (мальтоза, декстран) и связями целлюлоза, ламинарин и агароза) была подтверждена (целлобиоза, экспериментально в ИНМИ РАН. Способность к росту на агарозе ранее не была описана для термофильных эуриархей. Гены ферментов гидролиза полисахаридов и транспорта сахаров в клетку локализованы в геноме в виде «островков», вероятно приобретенных в результате горизонтального переноса генов. Более того, T. sibiricus, по-видимому, использует неизвестный механизм деградации n-алканов, поскольку его рост стимулируется гексадеканом, а известные пути анаэробного метаболизма алканов в геноме отсутствуют. Редким для термофильных архей является способность T.
sibiricus к росту на липидах, что обеспечивается наличием у него липаз, а не только часто встречающихся у архей эстераз, расщепляющих лишь короткоцепочечные триглицериды.
Особенности метаболизма T. sibiricus, установленные в результате анализа его генома, подтверждают предположение об аборигенном происхождении этой археи из пластовых вод нефтяного резервуара Юрского периода и объясняют ее выживание в этой изолированной экологической нише со времени ее образования. Помимо пептидов и аминокислот, присутствующих в нефтяных резервуарах в следовых количествах, T.
sibiricus может расти на полисахаридах и липидах, источником которых могут являться океанические осадки, из которых образовалась нефть Западной Сибири, а также на алканах сырой нефти.
6. Молекулярный анализ микробных сообществ термальных источников Камчатки За последние 30 лет из термальных источников Камчатки было выделено большое число новых видов термофильных бактерий и архей, в том числе представляющих новые филогенетические линии высокого уровня и характеризующихся различными типами метаболизма (Заварзин, 2004;
Лебединский и др., 2007). Некоторые из них были объектами исследования в рамках данной работы. По сравнению с такими экологическими нишами, как гейзеры Исландии и Йеллоустонского парка США, биоразнообразие термофильных микроорганизмов Камчатки исследовано хуже.
В кальдере Узон располагается большое количество разнообразных термальных источников, характеризующихся различными значениями температуры и pH, а также химическим составом. До начала нашей работы «глубокий» молекулярный анализ биразнообразия, основанный на пиросеквенировании фрагментов генов 16S рРНК, для термальных источников кальдеры Узон не проводился.
Целью этой части работы являлся анализ микробных сообществ нескольких термальных источников кальдеры вулкана Узон, отличающихся физико-химическими параметрами. В качестве объектов исследования были выбраны пять «кислых» (рН 3.7 5.6) источников «1805», «1810», «1807», «1818» и «1884», различающихся по температуре, а также два «нейтральных» (рН 6.3) источника «Заварзин» и «Бурлящий», имеющие температуры 55-58oС и 90-94oС, соответственно (Табл. 3). Пробы биоматериала (воды и/или взвеси грунта) были отобраны в ходе экспедиций в кальдеру Узон в 2007, 2008 и 2009 гг.